Indagini sulla presenza e diffusione dei giallumi della vite in Lombardia

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1. Notizie bibliografiche sui giallumi della vite 
 
 
La Flavescenza dorata (FD) � stata la prima forma di �giallume� della vite ad essere 
segnalata. I primi rilevamenti risalgono alla fine degli anni �50 in Francia e pi� precisamente 
in Guascogna (Caudwell, 1957). Da allora la sua diffusione si � limitata ad alcuni paesi 
europei come l�Italia e la Spagna. 
Gli altri giallumi della vite, tra i quali il pi� noto � BN, �bois noir� (Caudwell, 1961), o LN 
�legno nero�, anche se causano sintomi del tutto simili a quelli di FD, sono considerate 
malattie meno preoccupanti in quanto scarsamente epidemiche. Sindromi analoghe vennero 
documentate in varie zone viticole di paesi europei come Grecia, Romania, Svizzera, ed 
extraeuropei come l�Australia e gli Stati Uniti (Caudwell, 1990). Giallumi di tipo BN sono stati 
riscontrati in quasi tutte le aree viticole italiane e risultano associati a fitoplasmi del gruppo 
dello �stolbur� (16SrXII-A): tale fitoplasma � stato trasmesso sperimentalmente a vite dalla 
cicalina Hyalesthes obsoletus Signoret.  
In Italia, FD risulta presente fin dalla fine degli anni �60 in Oltrep� pavese (Belli et al., 1973) 
e successivamente in Veneto e Liguria (Belli et al., 1983; Bianco et al., 1993; Bertaccini et 
al., 1995). Negli ultimi anni si sono verificate epidemie molto gravi di FD in Lombardia e 
Piemonte (Belli et al., 2000; Marzach� et al., 2001). 
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1.1 Sintomatologia 
 
La FD e le altre forme di giallume mostrano una sintomatologia molto simile tra loro, perci� 
diventa difficile distinguere queste malattie solo sulla base dei sintomi generati nelle piante 
(Belli et al., 1994). Tuttavia, in letteratura, sono riportate alcune differenze nei quadri 
patologici (Caudwell, 1990): nel caso di BN e di VK la comparsa e la propagazione 
avvengono in forma meno epidemica rispetto alla FD ed interessano spesso solo piante 
isolate o disposte a gruppi sparsi nel vigneto; tuttavia la mortalit� risulta accentuata a causa 
della scarsa remissione dei sintomi, comportamento che si verifica invece, in alcuni casi, in 
viti affette da FD. Anche la gamma dei vitigni sensibili risulta differente. 
I primi sintomi in campo si osservano su alcune variet� gi� nel mese di giugno quando si 
notano i disseccamenti a carico dei grappolini appena formati. In seguito le foglie 
cominciano ad accartocciarsi, con i margini che si ripiegano verso il basso, e a partire dal 
mese di luglio compaiono le alterazioni del colore che spesso interessano solamente alcuni 
settori della foglia includendo le nervature. Nelle variet� ad uva bianca tali alterazioni sono 
di colore giallo (foto 1)mentre in quelle ad uva nera sono di colore rosso intenso (foto 2). Nei 
casi pi� gravi alla ripresa vegetativa si notano gravi ritardi di germogliamento. Si � osservato 
che, all�interno dei vigneti, le piante colpite sono molto evidenti rispetto a quelle sane a 
causa della loro atipica vegetazione clorotica, scarsa, stentata e cadente (foto 3). 
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I sintomi di FD si manifestano generalmente l�anno successivo a quello dell�inoculazione 
dell�agente eziologico (Caudwell, 1981); talvolta per� si osserva la comparsa dei sintomi nel 
corso dello stesso anno ad estate inoltrata, qualora le piante vengano inoculate 
precocemente oppure in regioni dal clima caldo, caratterizzate da una prolungata stagione 
vegetativa. I sintomi caratteristici di FD quindi possono interessare l�intera pianta o solo 
alcuni tralci della vite colpita (al limite anche uno solo di essi). 
Qui di seguito essi vengono descritti in modo preciso e per tipologia: 
• alterazioni cromatiche della lamina fogliare (ingiallimenti nelle cultivar ad uva bianca 
e arrossamenti in quelle ad uva nera) a volte concentrate nei settori pi� o meno 
triangolari delimitati dalle nervature di primo e secondo ordine (foto 4). La lamina 
fogliare si presenta poi ispessita e fragile, di consistenza cartacea: schiacciando la 
foglia questa si frantuma. Inoltre, nella maggior parte delle cultivar si assiste ad un 
accentuato ripiegamento delle lamine verso il basso (in alcuni casi la foglia assume 
una forma triangolare). Tale modificazione pu� per� mancare od essere lieve in 
alcune cultivar, per esempio Trebbiano toscano; 
• mancata lignificazione dei tralci con sintomi, che rimangono elastici e gommosi anche 
in pieno autunno (foto 5). Questi tendono a ricadere verso il basso sotto il peso della 
vegetazione, conferendo alla pianta un aspetto prostrato. La mancata lignificazione 
rende i tralci sensibili al gelo, che quindi vengono �bruciati� e necrotizzano. A volte 
lungo gli internodi si ha la comparsa di papule nerastre oleose caratteristiche della 
malattia. 
 
• I grappoli dei tralci con sintomi, prima di giungere a maturazione raggrinziscono e si 
disidratano disseccandosi (foto 1 ). Se la comparsa dei sintomi � precoce (giugno) si 
ha il disseccamento dell�infiorescenza. Dai tralci colpiti non si ottiene alcuna 
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produzione. A volte il disseccamento dei grappoli e l�unico sintomo osservabile su un 
tralcio asintomatico. 
Dopo il cosiddetto anno di crisi, le piante di alcuni vitigni, se non vengono reinoculate, si 
possono ristabilire completamente. Altre cultivar non presentano invece il fenomeno del 
risanamento: i sintomi si protraggono per molti anni fino alla morte della pianta. 
I sintomi descritti sono la diretta conseguenza dei processi istopatologici che insorgono a 
seguito dell�infezione dell�agente causale. Studi di microscopia elettronica hanno 
evidenziato la presenza di questi microrganismi nei fasci conduttori, in cui erano evidenti 
anomalie strutturali e funzionali a carico dei vasi conduttori: la quasi completa assenza di 
fibre pericicliche, un numero ridotto di vasi xilematici ed un eccessivo sviluppo del floema 
(Quaroni et al., 1988). I componenti del tessuto floematico si presentano poi estremamente 
disorganizzati, spesso necrotizzati e/o schiacciati, con parete ingrossata e collassata; nei 
tubi cribrosi, che sembrano normali, sono invece presenti enormi ammassi di callosio, 
soprattutto a livello delle placche cribrose, che causano problemi di trasporto della linfa 
(Credi et al., 1994). 
In misura pi� o meno grave tutte le variet� coltivate di Vitis vinifera sono sensibili ad FD: tra i 
vitigni maggiormente coltivati in Italia settentrionale, risultano particolarmente sensibili: 
�Chardonnay�, �Garganega�, �Trebbiano�, �Sangiovese�, �Barbera�. Danni rilevanti sono stati  
inoltre riscontrati su alcune cultivar meno diffuse, ma di grande interesse locale quali 
�Perera� i provincia di Treviso e �Tocai rosso� i provincia di Vicenza.  
Poco sensibili risultano invece le cultivar �Pinot nero�, �Merlot� e �Sauvignon�. Le specie 
americane di Vitis ed i loro ibridi, usati come portainnesti, non manifestano sintomi pur 
essendo suscettibili a contrarre l�infezione (Caudwell, 1993). 
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1.2 Eziologia e diagnosi 
 
 
I �giallumi� sono causati da microrganismi procarioti unicellulari privi di parete cellulare 
denominati fitoplasmi. Tali patogeni colpiscono pi� di 200 specie vegetali fra le quali molte 
sono di interesse agrario, le pi� interessanti da ricordare sono: i fruttiferi (agrumi, drupacee 
e pomacee), la vite e le colture poliennali in genere. Anche alcune colture orticole come il 
pomodoro e la patata oppure floricole come l�astro, il crisantemo e le bulbose vengono 
gravemente danneggiate dai fitoplasmi sia in infezione singola che in multipla. 
Analogamente anche molte forme di vegetazione spontanea possono ospitare fitoplasmi 
solitamente presenti nelle colture agrarie fungendo cos� da fonti di inoculo dell�infezione. Un 
esempio � l�associazione Vitis vinifera (pianta coltivata), Convolvolus arvensis (pianta 
spontanea infestante) e Hyalestes obsoletus (insetto vettore del fitoplasma) tutti implicati 
nell�epidemiologia di una forma di giallume (LN) largamente diffusa in tutte le aree di 
coltivazione della vite in Italia e nel resto del mondo. Fra i sintomi pi� frequenti associati a 
tali malattie troviamo i giallumi delle foglie, virescenze dei fiori, gli scopazzi o proliferazioni 
dei germogli e il deperimento generale della pianta. L�esito pi� frequente in tali casi � la 
perdita parziale o totale della produzione fino, nei casi pi� gravi, alla morte della pianta 
stessa. Quando la malattia non ha effetti letali le piante sopravvivono mostrando i sintomi 
per tutta la durata della loro vita. 
I fitoplasmi appartegono alla classe dei Mollicutes, ordine Mycoplasmatales, correlati 
filogeneticamente con i batteri Gram positivi. A differenza di questi sono privi di parete rigida 
quindi appaiono pleomorfi, al microscopio elettronico a trasmissione appaiono sferici con 
una dimensione variabile tra i 50 e i 1200 nm (foto 6). Il loro genoma � di dimensioni ridotte 
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(da 600 a 1100 Kb circa) con uno scarso contenuto di C e G; la modalit� di riproduzione 
sembra essere per scissione o gemmazione. I fitoplasmi si localizzano nel tessuto 
floematico della pianta e tendono ad accumularsi nei vasi cribrosi. Questa distribuzione non 
� sistemica cosicch�, su una medesima pianta possono trovarsi parti colpite accanto a 
germogli e branche in cui la vegetazione non mostra alcun sintomo. 
Tali dati sono confermati dalle osservazioni al microscopio elettronico, sia a scansione che a 
trasmissione. Essendo questi microrganismi molto sensibili alla variazione di pressione 
osmotica, avendo esigenze nutrizionali complesse ed essendo presenti in bassa 
concentrazione nei tessuti delle piante, non si � ancora riusciti ad isolarli n� a coltivarli in 
purezza su substrato artificiale: l�insuccesso � dovuto soprattutto alla scarsit� di 
informazioni. Solamente nel 1989 � stata pubblicata la prima sequenza, relativa al gene 
16SrDNA, di un fitoplasma infettante piante del genere Oenothera, la cui analisi ha 
permesso di giungere all�individuazione del genere Phytoplasma. Tuttora queste sequenze 
geniche sono depositate in Genebank e sono state impiegate per la definizione tassonomica 
di molti microrganismi procarioti. Studi recenti di biologia molecolare sulle sequenze esterne 
al gene 16S (spacer) hanno dimostrato che ad FD risultano associati almeno due diversi 
fitoplasmi entrambi trasmessi da S. titanus, che appartengono al gruppo tassonomico del 
giallume dell�olmo (queste analisi non escludono la possibilit� in futuro di determinare 
l�esistenza di altri fitoplasmi associati ad FD), mentre a LN risulta associato un fitoplasma 
appartenente al gruppo 16SrXII-A trasmesso in natura da Hyalestes obsoletus Signoret. 
La presenza di microrganismi micoplasma simili (MLOs) in viti affette da FD, fu evidenziata 
per la prima volta con l�utilizzo della microscopia elettronica a trasmissione (Caudwell et al., 
1971). Tuttavia l�osservazione di questi microrganismi in sezioni ultrasottili di tessuti di vite 
con la tecnica TEM, risult� difficile a causa della loro scarsa concentrazione e della 
irregolare distribuzione nella pianta. Mediante l�utilizzo della microscopia elettronica a 
scansione (SEM) si riuscirono ad osservare pi� chiaramente ed ad individuare la loro 
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presenza anche nei mesi prima della comparsa dei sintomi (Quaroni et al., 1990). Tuttavia 
la microscopia, pur fornendo informazioni di carattere morfologico, non permette di definire 
le differenze eziologiche fra FD e gli altri tipi di giallume. 
La sierologia ha fornito risultati interessanti per l�individuazione di fitoplasmi su piante 
erbacce, nei cui tessuti la loro concentrazione raggiunge livelli soddisfacenti. Tale metodo � 
risultato invece poco affidabile su campioni provenienti da piante legnose (Caudwell et al., 
1982): nella maggior parte dei casi in queste piante la reazione antigene- anticorpo non 
raggiunge (anche in piante con sintomi) livelli di sensibilit� tali da poter essere registrata con 
una certa affidabilit�. 
Affidabile risulta il metodo basato sulla trasmissione di fitoplasmi a piante ospiti (Caudwell et 
al., 1970/72; Caudwell, 1993): prima dell�impiego delle tecniche di biologia molecolare 
(ibridazione molecolare e PCR) l�unico strumento diagnostico disponibile per lo studio delle 
fitoplasmosi era rappresentato dall�osservazione dei sintomi sulle piante coltivate e sulle 
piante indicatrici. La pervinca (Catharanthus roseus G. Don) in particolare � la pianta test di 
riferimento nella quale veniva trasferito dalla pianta legnosa infetta il fitoplasma in studio 
mediante insetti (S.titanus e Euscelidius variegatus) oppure mediante collegamento con 
cuscuta (Cuscuta campestris, pianta parassita) e sulla quale venivano osservate le differenti 
sintomatologie. Dal momento dell�inoculazione fino alla comparsa dei sintomi, sono 
necessari da uno a tre mesi: i tempi cos� diventano troppo lunghi per poter permettere una 
rapida diagnosi.  
La biologia molecolare fornisce metodi molto pi� veloci, questi garantiscono di ottenere una 
diagnosi pi� efficace di tali patogeni, anche se presenti a basso titolo nel floema, 
permettendo non solo di individuarli, ma anche di suddividerli in gruppi tassonomici. Le 
tecniche utilizzate comprendono l�amplificazione genica tramite PCR (Polymerase Chain 
Reaction), l�analisi del polimorfismo della lunghezza dei frammenti di restrizione, RFLP 
(Restriction Fragment Lenght Polimorphism), e l�ibridazione molecolare mediante sonde 
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clonate (Dot Blot). Tutte queste tecniche si basano sullo studio del gene 16S che codifica 
per la sintesi del RNA ribosomiale (gene 16SrDNA), unico gene di cui � conosciuta 
interamente la sequenza.Tramite questi studi � stato possibile differenziare i fitoplasmi da 
altri microrganismi considerati affini, quali spiroplasmi e micoplasmi, e costituire cos� il 
genere Phytoplasma (Zreik et al.,1995); inoltre all�interno di questo genere sono stati 
individuati finora 14 differenti gruppi tassonomici (Lee et al.,1998) rappresentati nella figura 
1. Per quanto riguarda la vite, si � visto che: 
• almeno quattro diversi gruppi di fitoplasmi sono agenti causali dei �giallumi� della vite: 
il gruppo del �giallume dell�astro� (AY=aster yellows o 16SrI), quello del �giallume 
dell�olmo� (EY=elm yellows o 16SrV), quello della �X-disease� (o 16SrIII) e quello 
dello Stolbur (o 16SrXII); 
• la FD tipica risulterebbe determinata da MLO del gruppo EY, pi� precisamente del 
sottogruppo 16SrV-C; 
• in Italia (LN), in Francia (BN), in Germania (VK), si � riscontrata la presenza dello 
Stolbur, prima considerato sottogruppo AY, ma pi� recentemente rinominato 16SrXII-
A (Lee et al.,1998). Questo fitoplasma, in natura, � trasmesso dalla cicalina 
Hyalestes obsoletus. 
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1.3 Epidemiologia 
 
 
La Flavescenza dorata � causata da un fitoplasma che ha come vettore l�insetto Omottero 
Cicadellide Scaphoideus titanus (= littoralis Ball), cicalina nordamericana rilevata in Europa 
all�inizio degli anni �60, specificatamente in Francia. In Italia lo Scaphoideus titanus(foto 7) � 
stato osservato in vigneti della Liguria nella prima met� degli anni �60 (Vidano, 1964) e 
successivamente in Oltrep� pavese (Belli et al., 1973) e in altre aree viticole dell�Italia 
settentrionale, zone in cui la malattia � riscontrabile in forma epidemica: Lombardia, 
Piemonte, Emilia, Veneto, Friuli-Venezia Giulia (Belli et al., 1984; Osler et al., 1975; Vidano 
et al., 1987; Pavan et al., 1987). L�insetto ha una distribuzione geografica che interessa una 
fascia a cavallo del 45 parallelo, fascia che si estende dall�Atlantico alla Jugoslavia. 
In seguito alle prove di trasmissione svolte finora (Caudwell et al., 1970), � risultato che 
Scaphoideus titanus � il vettore pi� efficiente della malattia, anche se non si esclude che 
altre cicaline possano trasmettere la Flavescenza dorata; tuttavia la loro efficienza per ora � 
da ritenersi trascurabile (Vidano et al., 1988; Arzone et al., 1993). 
S. titanus � un insetto strettamente ampelofago, l�adulto, lungo 5-6 mm, � di forma slanciata, 
con la testa che culmina con un vertice triangolare prominente. E� di colore ocraceo bruno 
dorsalmente e grigio-crema centralmente, con fasce trasversali al capo ed al torace; le 
zampe sono ocracee mentre le ali anteriori brune presentano nervature scure, macchie 
irregolari brune ed un�area cerosa biancastra evidente a met� del margine anteriore. 
L�insetto compie una sola generazione l�anno (specie univoltina): sverna come uovo, 
deposto nel ritidoma dei tralci di due anni, pi� raramente in rami pi� vecchi o nei tralci maturi 
dell�anno. Le uova sono allungate, dapprima biancastre, poi color crema, lunghe 1 mm. La 
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loro schiusura � scalare, a partire dalla seconda met� di maggio e l�inizio di giugno (Vidano, 
1964). 
 Lo sviluppo postembrionale dura circa 35-50 giorni e si compie attraverso due et� neanidali 
e tre ninfali; neanidi e ninfe sono slanciate come gli adulti e tra loro molto simili per forma. 
Dapprima esse sono bianchicce con una macchia scura da ciascun lato posizionate 
all�estremit� dell�addome, dove si trovano anche alcune setole nere; col progredire dello 
sviluppo, divengono gialline e compaiono screziature sugli uroterghi e sul torace. 
Verso l�inizio di luglio iniziano a comparire gli adulti, la cui presenza prosegue fino alla 
seconda decade di agosto; gli adulti si osservano fin verso la met� di ottobre. 
Il periodo delle ovodeposizioni va dalla seconda decade di luglio fino alla fine di settembre; 
ogni femmina depone oltre 20 uova, infiggendole obliquamente nel ritidoma dei tralci, in 
gruppetti di 2-4. A seconda della latitudine, dell�altitudine e dell�andamento climatico si 
possono avere oscillazioni temporali del ciclo biologico. 
Lo Scaphoideus vive solamente sulla vite, della quale punge le nervature fogliari per 
succhiarne la linfa (pi� raramente i piccioli e tralci erbacei). La dannosit� della cicalina � 
esclusivamente correlata al suo ruolo di vettore del fitoplasma, in quanto le punture di 
suzione provocano un danno pressoch� irrilevante alla pianta. Dopo circa una settimana di 
alimentazione su di una pianta infetta, avviene l�acquisizione del fitoplasma da parte 
dell�insetto; dopo un mese di incubazione, la cicalina diviene infettiva e vi rimane per tutta la 
vita, potendo infettare un numero indefinito di piante; le uova deposte danno sempre origine 
ad individui sani (tipo di propagazione circolativa). 
Anche se in campo le malattie causate da fitoplasmi sono solitamente trasmesse da insetti, 
la diffusione dei �giallumi� pu� avvenire anche tramite l�impiego di materiale di propagazione 
(talee di marza e barbatelle) infetto. E� molto probabilmente attraverso tale materiale che la 
malattia � giunta nel nostro Paese ed � tramite tale materiale che essa pu� insediarsi dove 
non � ancora presente. Con le barbatelle e il legno in genere (talee di marza e portainnesto) 
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inoltre, pu� essere introdotto il vettore sotto forma di uova. Attualmente viene perci� 
utilizzato come misura preventiva anche il controllo del materiale vivaistico utilizzato. 
 
 
1.4 Controllo della malattia 
 
Il controllo della malattia prevede norme con lo scopo di impedire l�introduzione del 
patogeno e per limitarne la diffusione ove � gi� presente. Poich� non esistono metodi di 
lotta efficaci in grado di agire direttamente contro l�agente causale di FD, l�unica via per 
contenere la diffusione della malattia � la lotta al vettore. 
I trattamenti contro l�insetto vettore, soprattutto nella fase di diffusione epidemica, sono di 
fondamentale importanza e devono possibilmente essere estesi a tutto il comprensorio 
interessato dalla presenza della malattia. Si raccomanda quindi di intervenire anche nei 
vigneti senza sintomi, avendo cura di trattare tutti i filari e di bagnare bene l�intera 
vegetazione, compresi i polloni, con adeguati volumi di acqua (almeno 10 hl/ha). 
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 Il controllo del vettore nei comprensori in cui questo � presente con consistenti popolazioni, 
pu� essere effettuato con almeno due interventi insetticidi: il primo trattamento � diretto 
contro le forme giovanili della cicalina prima che queste possano trasmettere la malattia, 
esso deve essere effettuato circa 35 giorni dopo la chiusura delle uova (indicativamente 
verso la met� di giugno), mentre il secondo intervento � rivolto contro gli adulti e pu� essere 
effettuato circa 20 giorni dopo il primo trattamento, in coincidenza con il trattamento contro 
le tignole dell�uva. 
Per il controllo delle neanidi si possono impiegare alcuni regolatori di crescita, quali 
flufenoxuron e buprofezin, mentre contro gli adulti sono indicati prodotti a base di 
fenitrothion, clorpirifos, quinalphos, malathion EW ed etofenprox. 
E� inoltre opportuno espiantare i vigneti abbandonati che possono costituire focolai di 
infezione e rifugio per l�insetto vettore durante il trattamento. 
Un�altra importante misura di prevenzione nei confronti della FD, � rappresentata 
dall�impiego, nei nuovi impianti, di materiale di moltiplicazione sano. 
Nelle zone di maggior diffusione della malattia � comunque sconsigliata la realizzazione di 
nuovi impianti o di vivai, almeno fino a che l� epidemia non venga messa sotto controllo. 
Nelle prime fasi dell�epidemia stessa � opportuno eliminare tempestivamente le singole 
piante malate. 
Per quanto riguarda gli interventi di natura agronomica, finora non sembra vi siano 
differenze, nella manifestazione della malattia, fra vigneti con diversa gestione del suolo 
(inerbimento, lavorazioni, diserbo, ecc.) o con diverse forme di allevamento. 
Infine, pu� risultare opportuno la distruzione dei residui di potatura (tramite bruciatura), per 
eliminare le uova svernanti dell�insetto vettore; inoltre vista la tendenza delle neanidi a 
vivere sulle parti basse della vegetazione, sarebbe anche auspicabile effettuare gli interventi 
di �spollonatura� (eliminazione dei polloni alla base della pianta) solo dopo trattamento 
insetticida. 
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16SrI-A Tomato Big Bud 
16SrI-C Clover Phyllody 
16SrI-D Paulonia w.s�-broom 
16SrV-C Flavescence
 dorèe FD 
16SrXII-A Grapevine
 Yellows 
16SrXII-B Australian 
Grapevine Yellows 
16SrI  Aster Yellows 
16SrII Peanut Witches� broom 
16SrIII  Western X Disease 
16SrIV Coconut Lethal Yellows 
16SrV Elm Yellows 
16SrVI Clover proliferation 
16SrVII Ash Yellows 
16srVIII Loofah Witches� broom 
16SrIX Pigeon Witches� broom 
16SrX Apple Proliferation 
16SrXI Rice Yellow Dwarf  
16SrXII Stolbur 
16SrXIII Mexican Periwinkle Virescence 
16SrXIV Bermudagrass White Leaf 
16SrI-B Maryland AY 
16SrI-E Blueberry stunt 
16SrI-F Italian Periwincle      
virescence 
16SrV-A Elm Yellows 
GRUPPI 
SOTTOGRUPPI 
 Fig 1: classificazione dei fitoplasmi basata sull�analisi della lunghezza  
dei frammenti di restrizione del gene che codifica per l�RNA ribosomiale 16S. 
 Per ciascun gruppo e sottogruppo vengono indicate le principali malattie 
 causate da fitoplasmi ad esso appartenenti. In grassetto sono riportati 
 i gruppi tassonomici dei fitoplasmi finora riscontrati in vite. 
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Foto 1: sintomi di giallume su vitigno 
ad uva bianca (Chardonnay). Le foglie 
si presentano accartocciate ed 
ingiallite. Si nota inoltre la presenza di 
alcuni grappoli disseccati. 
 
 
 
 
 
 
Foto 2: sintomi di giallume su vitigno ad uva rossa (Croatina). La 
pianta presenta un aspetto sofferente e prostrato a causa della 
mancata lignificazione dei tralci. Le foglie mostrano evidenti 
alterazioni cromatiche.