Produzione di mutanti auxotrofi in Trichoderma

INTRODUZIONE – La Compatibilità Vegetativa 
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Figura 1. Classica rappresentazione di Buller (1933) per 
le fusioni ifali presenti in una colonia fungina (in 
questo caso una colonia di Coprinus sterquilinus), 
formando una rete ifale tridimensionale. a)
germinazione di una basidiospora; b) ife principali 
e c) ife periferiche che si stanno evitando; d)
ii t ) i i if li i d ll
(omocariotico), senza conseguenze genetiche (Figura 1). In generale, le fusioni vegetative si 
sviluppano nella parte più vecchia del micelio, anche se sono state osservate al margine di 
alcune colonie, dove le condizioni sono più favorevoli alla crescita vegetativa (Galun et al., 
1981; Trinci et al., 1994). 
Gli individui differenti sono capaci di andare incontro a fusione ifale (anastomosi), 
formando un eterocarion vegetativo (Figura 2), tuttavia tali fusioni ifali sono più rare, per la 
presenza, in molte specie, di un gran numero di Gruppi di Compatibilità Vegetativa (VCGs). 
Dato che le reazioni 
d’incompatibilità sono spesso 
mediate da molti loci (het), a volte 
poliallelici, e visto che solo una 
differenza allelica può causare 
l’incompatibilità, è chiaro che 
possono esserci, in una 
popolazione di una certa specie, 
un gran numero di VCGs con 
conseguenti restrizioni per 
l’eterocariosi (Nauta and 
Hoekstra, 1994). 
La condizione di eterocariosi 
può portare ad alcuni vantaggi dei 
diploidi, ad esempio il 
mascheramento di alleli recessivi 
e deleteri ed un aumento della 
capacità di adattamento a 
cambiamenti ambientali (Jinks, 
1952; Bégueret et al., 1994). La 
formazione di eterocarion nei 
Funghi Filamentosi appartenenti 
alla divisione degli Ascomycota, 
ha potenziali benefici nello 
scambio genetico, diploide 
funzionale e mitotico funzionale, 
durante il ciclo parasessuale 
(Pontecorvo, 1956). La 
formazione di eterocarion può 
anche essere usata per 
aumentare la biomassa tramite la cooperazione nello sfruttamento delle risorse (Debets and 
Griffiths, 1998). Con l’eterocariosi può presentarsi anche la possibilità di una ricombinazione 
genetica somatica, particolarmente importante nei Funghi Mitotici (Deuteromycota) che 
hanno perso (o non hanno mai avuto) la fase sessuale. Quindi, se la formazione 
dell’eterocarion è richiesta per la ricombinazione genetica, ovviamente l’Incompatibilità 
Vegetativa pone dei limiti all’ “outbreeding” e al polimorfismo genetico entro la specie 
(Bégueret et al., 1994). La funzione dell’Incompatibilità Vegetativa è quella di prevenire la 
formazione degli eterocarion. Il fatto che l’Incompatibilità Vegetativa sia molto diffusa 
suggerisce che, mediamente, gli aspetti negativi della formazione di eterocarion sono 
superiori agli aspetti positivi (Nauta and Hoekstra, 1994). Sebbene ci siano benefici 
apparentemente connessi con la formazione dell’eterocarion, l’eterocariosi da fusione ifale si 
ritiene solo virtuale, poiché è esclusa in natura, a causa delle differenze genetiche portate 
dai loci het (Incompatibilità da Eterocarion) (Caten and Jinks, 1966; Mylyk, 1976; Pandit and 
Maheshwari, 1996; Puhalla and Speith, 1985; Glass and Kaneko, 2003). 
Molti Funghi Filamentosi studiati fino ad oggi, possiedono un sistema di regolazione per la 
formazione di eterocarion, cioè un sistema di riconoscimento che conferisce compatibilità o 
incompatibilità fra isolati diversi, ai fini della fusione vegetativa dei rispettivi talli. Sono stati 
descritti due diversi sistemi genetici, che controllano l'Incompatibilità Vegetativa: il sistema 
allelico e il sistema non-allelico (Glass et al., 2000; Saupe, 2000). In entrambi i casi, 
l’Incompatibilità si sviluppa quando specifiche differenze genetiche sono presenti tra due 
INTRODUZIONE – La Compatibilità Vegetativa 
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Figura 2. Incompatibilità da
eterocarion. (A) due differenti
individui fungini vanno
incontro ad un evento di
anastomosi. (B) Se i due
individui hanno lo stesso
genotipo het, è stabilito
l’eterocarion. (C) Se i due
isolati differiscono nel
genotipo het, le cellule
eterocariotiche sono distrutte
o severamente inibite nel loro
isolati che devono fondersi. Nel sistema allelico, l’anastomosi ifale fra gli individui che 
contengono le specificità differenti (alleli alternati, fino a quattro) ad un singolo locus het, 
innescano l'Incompatibilità Vegetativa. L’Incompatibilità allelica non influisce sulle funzioni 
della riproduzione sessuata. Nel sistema non-allelico, un'interazione fra gli alleli specifici, a 
due loci distinti dei loci het, media l'Incompatibilità Vegetativa e alcune combinazioni non-
alleliche riducono o aboliscono la fertilità. In Neurospora crassa, Cryphonectria parasitica e 
Aspergillus nidulans sono stati descritti sistemi allelici, mentre, in Podospora anserina sono 
stati rappresentati sia sistemi allelici che non-allelici (Muirhead et al., 2002). 
L’osservazione delle reazioni incompatibili suggerisce l’esistenza di vari meccanismi 
implicati in questo tipo di risposta, dall’incapacità a formare anastomosi ifali, alla crescita 
ridotta dell’eterocarion o dell’eteroplasmon, incapace di competere con il tipo parentale, fino 
alla morte delle cellule i cui citoplasmi si sono fusi (Leach and Yoder, 1983). In altri casi è 
stato rilevato un mancato passaggio dei nuclei, come per l’auto-incompatibilità in Fusarium 
moniliforme (Correll et al., 1989); mentre in altri ancora, ad esempio in Trichoderma spp., 
sembra possibile una degradazione dei nuclei non prevalenti accompagnata, però, 
dall’incorporazione di piccoli “frammenti utili” del loro genoma in quello dei nuclei dominanti 
(Stasz and Harman, 1990; Cristani, 1992). 
A seconda degli alleli che interagiscono nell’Incompatibilità, sono state descritte reazioni 
diverse in Neurospora crassa: in alcune combinazioni (alleli A/a e CD/cd) si ha la morte 
cellulare, con distaccamento del protoplasma dalle pareti, vacuolizzazione e lisi. In un'altra 
combinazione (alleli I/i), si ha invece inibizione della formazione dell’eterocarion senza morte 
cellulare: qui l’incompatibilità si basa su una leggera dominanza dell’allele “I” su “i”. Quando il 
30% o più dei nuclei in un eterocarion hanno genotipo “I”, quelli a genotipo “i” vengono 
perduti (Glass and Kuldau, 1992). 
In alcune specie (ad esempio: Fusarium 
oxysporum) l’incompatibilità sembra manifestarsi 
semplicemente con l’incapacità di formare un 
eterocarion stabile. In altre specie, ad esempio 
Verticillium dahliae, alcune combinazioni tra isolati 
appaiono caratterizzate da morte citoplasmatica 
(Joaquim and Rowe, 1990), nonostante, nella 
maggioranza dei casi, sia stata osservata l’incapacità 
di formare l’eterocarion (Cristani, 1992). 
Diverso dai casi fino ad ora visti è il criterio che 
guida la suddivisione degli isolati di Rhizoctonia 
solani in “gruppi di anastomosi” (AG). È, infatti, la 
capacità di due isolati di riconoscersi, attrarsi e 
fondere le rispettive ife, che consente l’attribuzione 
degli stessi isolati ad un medesimo gruppo di 
anastomosi, anche nei casi in cui a questo processo 
segue la morte cellulare, come per le fusioni 
imperfette. Anche in caso di fusioni imperfette è stato 
dimostrato che esiste trasferimento di materiale 
genetico (Sneh et al., 1991a). Un isolato riconosce e 
si fonde solo con membri di uno stesso “Gruppo di 
anastomosi” (AG): in seguito al riconoscimento, 
un’ifa può essere attratta da un'altra, da 100 µm di 
distanza e cambiare direzione di crescita finché non 
si stabilisce il contatto (le sostanze alla base di 
questa attrazione si ritiene siano diverse tra i vari 
gruppi di anastomosi), segue quindi la cessazione 
della crescita e la dissoluzione delle pareti (Ogoshi, 
1987). Così, nel caso di Rhizoctonia solani è la 
“capacità di riconoscersi”, non la possibilità di 
costruire un eterocarion stabile, l’evento ritenuto 
cruciale ai fini di una classificazione degli isolati, in 
conformità ad una “Compatibilità Vegetativa” che è 
INTRODUZIONE – La Compatibilità Vegetativa 
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qui intesa in senso più lato (Cristani, 1992). 
1.1.3. Lo studio dei Gruppi di Compatibilità Vegetativa (VCGs) 
In molti Funghi Filamentosi, gli individui fisiologicamente distinti della stessa specie 
possono fondersi per formare un eterocarion. Quando l’eterocarion è stabile, si parla di 
Compatibilità Vegetativa, e i due individui appartengono allo stesso gruppo VCG. La 
Compatibilità Vegetativa (o da Eterocarion) (vc) ha una base genetica di multilocus che è 
stata studiata per oltre quaranta anni in organismi modello, quali Neurospora, Aspergillus e 
Podospora (Bègueret et al., 1994; Leslie, 1993). Nonostante questo lungo periodo di studio, 
tuttavia, il meccanismo fisiologico responsabile di questo fenomeno, non è tuttora chiaro. I 
VCGs possono differire l'uno dall'altro: per uno, per alcuni, o per tutti i loci di Incompatibilità 
Vegetativa (vic) che sono presenti nel genoma e responsabili del fenotipo VCG. Se si parte 
solo dal fenotipo, è quasi impossibile determinare il numero di loci vic eteroallelici, 
responsabili di un'interazione incompatibile. Negli ultimi dieci anni gran parte della teoria e 
della metodologia di base che è stata sviluppata per gli organismi modello, è stata applicata 
ai Funghi Patogeni delle Piante, ai fini di studi di popolazione, in cui i VC servivano da 
indicatore polimorfico. I VC, però, possono essere usati anche come modello per il 
riconoscimento di “self / non-self”, come strumento nella costruzione di mappe genetiche e 
nell’isogenizazzione veloce degli isoalti. Gli studi, sia di popolazione sia meccanicistici di VC, 
rimangono in prima linea nella ricerca applicata alla patologia vegetale, per il prossimo futuro 
(Leslie, 1996). 
Gran parte del lavoro con VC in Funghi Patogeni ha confermato il modello proposto da 
John Puhalla nel 1985, che suggerisce che i VC potrebbero essere usati per suddividere le 
popolazioni in differente VCGs e che queste suddivisioni sono correlate con la patogenicità. 
Questo modello suppone che gli agenti patogeni raramente, se non mai, partecipano agli 
eventi di ricombinazione che potrebbero condurre al riassortimento degli alleli vic nei nuovi 
fenotipi VCG. 
La tecnica di VCG non è una panacea per le analisi della popolazione dei Funghi 
Patogeni. Le analisi dei VCG non sono adatte per determinare se gli isolati appartengono a 
specie biologicamente differenti o per valutare le differenze che si presentano sopra il livello 
della specie. Anche se la tecnica dei VCG è utile per la misurazione della diversità 
genotipica, non è utile per valutare i livelli di frequenze alleliche, come quelle ai differenti loci 
vic (Correll et al., 1989). In confronto con alcune tecniche di multilocus, quali le sonde 
dell'impronta digitale del DNA, i VCGs richiedono una meno sofisticata tecnica di laboratorio 
e di apparecchiatura, ma non possono studiare la stessa quantità di loci, e richiedono un 
maggior numero di isolati per l’interpretazione dei dati (Leslie, 1996). 
I meccanismi biologici alla base della VC non sono attualmente chiari. Concettualmente ci 
sono due classi di meccanismi che sono importanti per l’eterocariosi: quelli responsabili della 
stabilizzazione dell’eterocarion e quelli richiesti per il suo mantenimento, una volta che è 
stato stabilito (Leslie, 1996). 
 
 
INTRODUZIONE – Impiego dei Mutanti Auxotrofi 
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1.2. Impiego dei mutanti auxotrofi 
Nei Funghi, i mutanti auxotrofi, sono impiegati nello studio dei Gruppi di Compatibilità 
Vegetativa (VCG) oppure nella tecnica della Fusione dei Protoplasti. I mutanti auxotrofi 
possono anche essere impiegati per lo studio del ciclo di un elemento, e possono essere 
ottenuti attraverso l’accrescimento del Fungo in presenza della corrispondente sostanza 
tossica.. 
Ai fini del lavoro, la nostra attenzione è stata rivolta all’impiego dei mutanti auxotrofi per lo 
studio di VCG e per la tecnica di fusione dei protoplasti. 
1.2.1. Impiego nello studio dei Gruppi di Compatibilità Vegetativa 
(VCGs) 
La Compatibilità Vegetativa (vc) è un carattere fenotipico che viene utilizzato per lo studio 
delle popolazioni di molte specie fungine, ed i VCG sono stati spesso correlati alla 
patogenicità (analogamente ai Gruppi di Anastomosi Ifale di Rhizoctonia solani). 
L’utilizzazione di questo criterio di caratterizzazione delle popolazioni fungine ha trovato per 
tanto tempo un impedimento nell’eccessiva laboriosità e lunghezza delle metodologie 
necessarie alla sua determinazione, quali osservazioni al microscopio delle fusioni ifali o le 
lunghe procedure necessarie all’induzione di mutanti auxotrofi (Correll et al., 1989). 
Recentemente, la messa a punto di tecniche per la rapida produzione di mutanti auxotrofi 
non utilizzanti il nitrato o il solfato ha consentito la diffusione di questo tipo di indagine in 
diverse specie, con il monitoraggio di un grande numero di isolati (Jacobson and Gordon, 
1988; Correll et al., 1989; Joaquim and Rowe, 1990; Zambino and Harrington, 1990; Elmer, 
1991; Glass and Kuldau, 1992). I mutanti incapaci di ridurre il nitrato (“nit”) o il solfato (“sul”) 
si ottengono rapidamente (e facilmente in alcune specie di Fusarium) usando substrati 
contenenti Clorato di Potassio o Selenato di Sodio, rispettivamente analoghi tossici del 
Nitrato e del Solfato (Correll et al., 1987). Possono presentare mutazioni che interrompono la 
stessa via metabolica (del Nitrato o del Solfato) in punti diversi e sono quindi in grado di 
complementarsi, se provenienti da isolati compatibili, quando accoppiati tra loro su Mezzo 
Minimo, originando micelio eterocariotico caratterizzato da crescita lussureggiante (crescita 
prototrofica) (Vannacci and Cristani, 1998). 
L’identificazione dei VCGs richiede saggi di complementazione (allo scopo di evidenziare 
la formazione di eterocarion) tra mutanti auxotrofi provenienti da isolati con VCG noto (isolati 
“tester”) e mutanti auxotrofi provenienti da isolati dei quali si vuole conoscere il VCG di 
appartenenza. Nel caso di complementazione tra l’isolato “tester” e l’isolato non ancora 
identificato, si assegna questo ultimo al VCG dell’isolato “tester”. La classificazione di 
popolazione fungine sulla base dei Gruppi di Compatibilità Vegetativa (VCGs) di 
appartenenza, può richiedere centinaia di accoppiamenti fra gli isolati e i “tester”, rendendo il 
lavoro lungo e faticoso (Vannacci and Cristani, 1998). 
1.2.2. Impiego nella tecnica di fusione di protoplasti 
Il successo nell'uso della fusione di protoplasti richiede un certo metodo di isolamento 
delle cellule fuse. Solitamente, questo richiede una fusione di due isolati, ciascuno carente in 
proprietà complementare, per esempio, auxotrofi. I mezzi per la rigenerazione dei talli che 
seguono la fusione, sono stati scelti in modo che gli isolati della progenie che hanno esibito 
la complementazione possano essere identificati. Un esempio è la selezione degli isolati 
prototrofici su un mezzo minimo successivo ad una fusione di due isolati auxotrofici. La 
produzione di mutanti richiede solitamente la mutagenesi chimica, che può cambiare 
numerose caratteristiche dell’isolato mutato, oltre a quelle per le quali il mutante è stato 
selezionato. Tali mutazioni secondarie possono essere deleterie (Sivan et al., 1990). 
La selezione di mutanti senza fare ricorso alla mutagenesi chimica, riduce fortemente il 
rischio di mutazioni secondarie. Per questa ragione l’impiego del Clorato e del Selenato per 
l’ottenimento di “nit” e “sul” è ampiamente diffuso. 
INTRODUZIONE – Il Genere Trichoderma spp. 
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1.3. Trichoderma 
1.3.1. Il genere Trichoderma 
Il genere Trichoderma fu identificato per prima volta nel 1794 da Persoon (1794) e 
consiste in Funghi Anamorfici isolati principalmente dal terreno e da materia organica in 
decomposizione. 
Gli isolati appartenenti al genere Trichoderma sono eterogenei nella struttura genomica e 
nel comportamento; si tratta, nella maggior parte dei casi, di Funghi Mitosporici. Il 
Teleomorfo, dove è noto, appartiene al genere Hypocrea (Ordine Hypocreales, Classe 
Pyrenomycetes Divisione Ascomycota). Il genere Hypocrea fu decritto per la prima volta nel 
1825 ad opera di Elias (Magnus) Fries (1825). La relazione tra le due forme, Anamorfa e 
Teleomorfa, fu indicata soltanto nel 1957, ad opera di Dingley (1957) e, successivamente, da 
Webster e Rifai (Rifai and Webster, 1966; Webster and Rifai, 1968). 
La capacità di un’abbondante sporulazione permette un'identificazione relativamente 
facile di Trichoderma come genere, ma i concetti di specie sono difficili da interpretare ed 
esiste una considerevole confusione su tale argomento (Grondona et al., 1997). 
Dal 1794 fino al 1969, in letteratura, tutti gli isolati di Trichoderma sono stati identificati 
come “T. viride”, in accordo con Bisby (1939), quando il genere Trichoderma consisteva di 
una singola specie. Rifai (1969) adottò il concetto di “specie aggregate” e divise il genere 
Trichoderma in nove “specie aggregate” basandosi sulle caratteristiche morfologiche, 
ammettendo che alcune di loro (particolarmente Trichoderma hamatum) probabilmente 
contengono due o più specie morfologicamente indistinguibili. Bissett (1984; 1991a; 1991b; 
1991c; 1992; Gams and Bissett, 1998) modificò lo schema di “specie aggregate” di Rifai, 
utilizzando criteri morfologici più ampi, per includere sia la vasta gamma di variazioni 
morfologiche espressa da alcuni Anamorfi di Hypocrea, sia certe forme precedentemente 
incluse nel genere Gliocladium. Mentre modificava lo schema di “specie aggregate” di Rifai 
(1969), Bissett (1991a) ha inoltre stabilito una suddivisione del genere in cinque sezioni: 
Longibrachiatum, Pachybasium, Trichoderma, Saturnisporum e Hypocreanum. 
Numerosi tentativi sono stati effettuati, usando tecniche molecolari, per la classificazione 
di Trichoderma spp. (Meyer, 1991; Meyer et al., 1992; Herrera-Estrella et al., 1993; 
Muthumeenakshi et al., 1994), che hanno portato alla disponibilità di un sistema di 
classificazione, consultabile on-line (http://nt.ars-grin.gov/taxadescription/keys/Trichodermaindex.cfm). 
Gli individui appartenenti al genere Trichoderma, generalmente, possiedono elevate 
velocità di accrescimento. Inizialmente il micelio delle colonie in sviluppo è immerso nel 
substrato di crescita. La colonia può presentare un micelio aereo ialino che può assumere un 
aspetto variabile tra disordinato, fioccoso, lanoso o aracnoide in base all’isolato ed al mezzo 
di coltura. Alcuni isolati possono modificare il colore del substrato di coltura rilasciando 
pigmenti di colore giallo (per esempio Trichoderma saturnisporum), ambra, verde, rosso 
tenue o marrone chiaro. Una delle caratteristiche peculiari di questo genere è la produzione 
di composti che conferiscono odore di cocco o canfora, con intensità variabili tra il molto 
pronunciato ed il fortissimo (Cerchiai, 2005). 
I conidiofori possono essere prodotti dalla colonia in modo diffuso, a ciuffo o con 
formazione di pustole compatte; generalmente vengono prodotti in distinti anelli concentrici 
dalle tipiche sfumature verdi, solo raramente possono essere bianche, grigie o marroni. I 
conidiofori di molte specie sono costituiti da larghi assi principali, che portano ramificazioni 
laterali ad intervalli regolari. Queste stesse ramificazioni producono, a loro volta, 
ramificazioni secondarie, che diventano progressivamente più corte e sottili quanto più sono 
prossime all’apice. Le ramificazioni possono essere, più o meno, divergenti, solitarie, 
opposte o in verticilli; ramificazioni verticillate ripetute possono portare alla formazione di una 
struttura piramidale altamente ramificata; in altre specie la ramificazione è meno regolare 
con ramificazioni solitarie od opposte e con ramificazioni secondarie scarse. Ciascuna 
ramificazione termina con una o più fialidi. Le fialidi sono tipicamente disposte in verticilli 
divergenti, posti alle estremità delle ramificazioni dei conidiofori, oppure in verticilli posti 
INTRODUZIONE – Il Genere Trichoderma spp. 
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direttamente al di sotto dei setti presenti lungo i conidiofori e lungo le ramificazioni. In altri 
casi possono essere presenti fialidi opposte o solitarie disposte irregolarmente. Per quanto 
riguarda la forma, esistono fialidi cilindriche, subglobose o ampolliformi. I conidi sono 
monocellulari, generalmente di colore verde, oppure possono essere incolori, grigi o marroni. 
La parete può essere liscia, rugosa, sinuosa, bollosa o può presentare sporgenze, derivanti 
dalla parete esterna. Per quanto riguarda la forma, esistono conidi subglobosi, ellissoidali, 
allungati o cilindrici. I conidi generalmente appaiano secchi, ma in molte specie sono 
contenuti in gocce di un liquido giallo o verde chiaro (come nel caso di Trichoderma virens e 
Trichoderma flavofuscum rispettivamente). Approssimativamente le dimensioni dei conidi 
sono 3-5 µm x 2-4 µm (Cerchiai, 2005). 
Le clamidospore (strutture quiescenti di resistenza) sono comunemente presenti nelle 
colonie e sono abbondanti soprattutto nel micelio immerso; possono essere intercalari o 
terminali su corte ramificazioni laterali di ife vegetative. Generalmente tali strutture sono 
unicellulari, ma in alcune specie, come ad esempio in Trichoderma stromaticum, sono 
multicellulari, di forma globosa od ellissoidale e di colore verde, giallo chiaro oppure incolori, 
presentando parete liscia e, a volte, ispessita (fino a 4 µm). 
Le ife vegetative generalmente sono ialine, con parete liscia, larghe 2-10 µm, meno 
frequentemente, come nel micelio immerso, le ife possono essere di colore giallo chiaro, con 
parete irregolare ed ispessita, fino ad una larghezza di 16 µm (Kubicek and Harman, 1998). 
Al genere Trichoderma appartengono Funghi ubiquitari a rapida crescita, che 
rappresentano spesso la componente principale della microflora del terreno in un ampia 
gamma di habitat in tutte le zone climatiche (suoli agricoli, foreste, praterie e suoli desertici), 
e sono relativamente facili da isolare e coltivare (concentrazione di circa 101-103 propaguli 
per grammo di terreno). Questi Funghi colonizzano anche il legno e parti erbacee in 
decomposizione, nei quali è stata trovata la Forma Teleomorfa (genere Hypocrea) (Cook and 
Baker, 1983). In natura la forma asessuata persiste come individui o popolazioni clonali, 
spesso eterocariotiche (Fambrini, 2005). 
Si tratta di Funghi Saprofiti, prolifici produttori di proteine extracellulari, tra le quali un 
vasto assortimento di enzimi degradatori, come cellulasi e chitinasi, e più di 100 differenti 
metaboliti con attività antibiotica riconosciuta (Kubicek and Harman, 1998; Sivasithamparam 
and Ghisalberti, 1998; Grondona et al., 1997). Questo ampio spettro enzimatico conferisce 
loro la capacità di trasformare un’ampia varietà di materiale, sia organico, sia xenobiotico. 
Le specie appartenenti al genere Trichoderma possiedono un metabolismo estremamente 
versatile. Possono utilizzare come fonte di carbonio un’ampia varietà di substrati, inoltre 
sono uno dei pochi gruppi di organismi capaci di utilizzare composti costituiti da un solo 
atomo di carbonio, come fonte glucidica. Molti isolati sono capaci di degradare gli idrocarburi 
(Davies and Westlake, 1979) e questo è dimostrato anche dal fatto che costituiscono la 
componente maggiore della popolazione fungina presente in suoli contaminati (Gudin and 
Charter, 1977; Llaos and Kjøller, 1976; Pinholt et al., 1979). Come fonte di azoto possono 
utilizzare dai composti ammoniacali agli aminoacidi o proteine, mentre è scarsa e specie-
specifica l’assimilazione di nitrato (Danielson and Davey, 1973). 
La naturale distribuzione di Trichoderma è largamente influenzata dalla temperatura; 
diverse specie mostrano temperature ottimali di crescita differenti e riescono a tollerare 
anche condizioni estreme (Domsch et al., 1980). La crescita “temperatura-dipendente” 
sembra un fenomeno adattativo in Trichoderma: un caso semplificato è rappresentato dalle 
specie originatesi in climi caldi, le cui temperature ottimali sono piuttosto elevate (Danielson 
and Davey, 1973). La temperatura ottimale di crescita per molte specie di Trichoderma è, 
come dimostrato da molti studi, nell’intervallo 25-30°C. Molti isolati sono stati originariamente 
selezionati a temperatura ambiente, anche se questa procedura potrebbe aver limitato il 
reperimento di isolati Psicrofili o Termotolleranti (Fambrini, 2005). 
Il pH ha un forte impatto sulla crescita del Trichoderma, visto che molti nutrienti vengono 
assorbiti mediante un simporto con ioni idrogeno. L’accrescimento ottimale del micelio di 
Trichoderma si ha a pH compreso tra 4,0-6,5. Poche specie di Trichoderma sembrano 
tollerare pH inferiore a 3,0, preferendo terreni mediamente o leggermente acidi (Fambrini, 
2005).