Biomonitoraggio di elementi in traccia nei corsi d'acqua della Provincia di Vicenza tramite ''moss bags'': aspetti metodologici e applicativi

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1. INTRODUZIONE GENERALE 
1.1. Gli elementi in traccia nei corsi d’acqua 
I corsi d’acqua superficiali contengono una frazione inorganica di soluti in 
concentrazioni che variano da qualche decina o decimo di mg/l fino al µg/l o meno. 
Tutti derivano per via naturale dalla dissoluzione delle rocce presenti nel bacino idrico, 
dalle deposizioni atmosferiche solide (polveri) o liquide (precipitazioni) e dagli scambi 
gassosi con l’aria. A questi veicoli di arricchimento naturale delle acque si aggiungono 
le immissioni di origine antropica, che da qualche decennio rappresentano un 
significativo fattore di alterazione ambientale. Le attività estrattive dei metalli ed il loro 
impiego a livello industriale trasferiscono infatti notevoli masse di elementi dalla 
litosfera, ove sono immobilizzati allo stato minerale, ad aria, acqua, suolo e biosfera. 
Fra gli elementi chimici presenti in quantità maggiori nei corsi d’acqua vi sono metalli 
alcalini come Na e K ed alcalino terrosi come Ca e Mg. Le loro concentrazioni, insieme 
a quelle dei principali anioni disciolti, pH, conduttività, durezza ed alcalinità, sono i 
parametri analitici fondamentali o accessori per la caratterizzazione chimica dell’acqua, 
in quanto intimamente legati agli equilibri in soluzione e particolarmente a quelli di 
saturazione dei carbonati e dissoluzione della CO
2
. Accanto ai metalli sopra citati, 
solitamente presenti in concentrazioni determinabili (dell’ordine del mg/l) e costanti nel 
tempo, vi sono molti altri elementi, soprattutto metalli e metalloidi, le cui 
concentrazioni (dell’ordine del µg/l) possono presentare problemi di rilevabilità 
strumentale oppure ampie variazioni nel tempo e nello spazio. Sono gli elementi in 
traccia. 
Nonostante l’aspetto quantitativo induca a ritenere questi elementi poco importanti, la 
loro valenza ecologica e sanitaria è enorme. Molti elementi in traccia sono 
micronutrienti fondamentali per piante ed animali, essendo costituenti di molecole 
organiche quali vitamine od enzimi, ma la loro assunzione in concentrazioni superiori al 
fabbisogno può determinare fenomeni di inibizione od intossicazione (ad esempio, Cu e 
Se). Altri elementi, fra cui i tristemente noti “metalli pesanti” (Cd, Hg e Pb), non hanno 
alcuna funzionalità utile all’organismo, ma al contrario, si legano alle molecole 
funzionali come proteine ed acidi nucleici, denaturandole (Stryer, 1989). 
La disponibilità biologica, o BIODISPONIBILITA’, di un elemento, cioè la frazione 
assimilabile degli organismi viventi, è un fattore cruciale per la tossicità dell’elemento 
stesso. La concentrazione totale nella matrice non è infatti molto predittiva dell’effetto 
su un organismo, in quanto è solo la frazione assimilabile quella coinvolta nei processi 
biologici: la biodisponibilità quindi è determinata dalla sua forma chimica, spesso 
dipendente dal pH, dall’interazione con molecole organiche che fungono da ligandi ed 
ovviamente dalla solubilità dei suoi composti (Wright e Welbourn, 2002). 
Gli elementi chimici sono per loro natura non degradabili, quindi persistenti. Questo ha 
delle ricadute molto serie a livello ecologico, in quanto le emissioni degli inquinanti 
determinano un incremento poco reversibile delle loro concentrazioni in ambiente, ma 
anche biologico, poiché diversi elementi possono essere accumulati dagli organismi ma 
vengono rilasciati molto lentamente. La persistenza nell’organismo è un fattore cruciale 
per la tossicità di un elemento. 
Il fenomeno per cui la concentrazione di un elemento negli esseri viventi è superiore a 
quella nel mezzo ambiente si definisce BIOCONCENTRAZIONE o BIOACCUMULO. 
Esso non implica alcun meccanismo specifico di accumulo e la sua entità si misura 
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generalmente attraverso i fattori di bioconcentrazione (BCF - Bio Concentration Factor) 
e di bioaccumulo (BAF - Bio Accumulation Factor), ossia il rapporto fra la 
concentrazione nel biota e la concentrazione nel mezzo, rilevate rispettivamente in 
laboratorio (esposizione controllata) od in campo (ambiente naturale). 
Quando l’accumulo di un elemento si verifica attraverso livelli trofici successivi e non 
vi sono meccanismi efficienti di escrezione o di controllo, si ha il fenomeno della 
BIOMAGNIFICAZIONE. Essa coinvolge la catena alimentare o la rete trofica nel loro 
insieme. Mentre il bioaccumulo si osserva per numerosi elementi in diversi tipi di 
organismi viventi, la biomagnificazione è stata finora dimostrata solo per il Hg. 
La concentrazione degli elementi in traccia nell’ambiente è notevolmente aumentata 
negli ultimi decenni in seguito allo sviluppo di attività umane quali ad esempio 
l’estrazione mineraria, la lavorazione dei metalli, il consumo di combustibili fossili e la 
sintesi di composti chimici. Le patologie direttamente collegate o riconducibili a questi 
contaminanti sono in costante aumento, sia per la scoperta di nuove correlazioni fra 
esposizione ed aumento del rischio, sia per la maggiore frequenza, durata od entità del 
contatto. Ciò ha indotto un’attenzione sempre maggiore verso gli elementi in traccia, 
tanto da spingere le autorità nazionali ed internazionali ad istituire gruppi di lavoro, 
commissioni ed organizzazioni governative per lo studio ed il controllo di questi 
contaminanti. Un esempio fra tutti è l’istituto per l’UNESCO “Trace Elements”, attivo 
ufficialmente dal 1996. 
Si riportano di seguito (Tabella 1) l’elenco degli elementi in traccia considerati nel 
presente lavoro ed alcune informazioni su fonti d’inquinamento e tossicità per l’Uomo 
(non si fa riferimento al dosaggio od allo stato chimico responsabile di tali effetti). 
 
Elemento 
chimico 
Valenza 
nutrizionale 
Fonti 
d’inquinamento 
Effetti 
tossici per l’Uomo 
Al - alluminio nessuna estrazione mineraria, lavorazione dei 
metalli, acidificazione delle acque, 
trattamento acque reflue 
demenza, perdita della 
memoria, indebolimento, 
tremore, danni al SNC 
As - arsenico nessuna combustibili fossili e cromature (60%); 
inoltre, produzione di acciaio e fonderie 
in genere, produzione di vetro, 
termodistruzione rifiuti, lavorazione 
cemento, disinfettanti, pesticidi, 
farmaci, conservanti per legno, 
coloranti, decoloranti, tinture, 
componenti elettronici 
avvelenamento 
Cd - cadmio nessuna accumulatori (75%),  pigmenti, 
stabilizzanti nel PVC (25%); inoltre 
leghe metalliche in gioielleria, 
placcatura, mordenti, pneumatici, oli 
lubrificanti, miniere, combustibili 
diesel, concimi, antiparassitari, fumo di 
sigaretta 
accumulo in reni ed ossa 
(sindrome di “itai-itai”), 
riduzione longevità, 
ipertensione, aumento 
incidenza malattie cardio-
vascolari 
Co - cobalto componente 
della vitamina 
B
12 
estrazione mineraria, isotopo 
radioattivo (
60
Co) per chemioterapia, 
radioterapia o sterilizzazione alimenti, 
produzione leghe e magneti, porcellana, 
ceramica, vetro macchiato, mattonelle e 
smalti per gioielleria, placcature 
cancerogenesi, vomito e 
nausea, problemi a vista e 
cuore, danni alla tiroide 
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Cr - cromo micronutriente 
(Cr III) 
cofattore 
dell’insulina 
produzione acciaio inox e leghe, 
industria galvanica (Cr VI), industria 
conciaria e tessile (Cr III) 
cancerogenesi (Cr VI), 
eruzioni cutanee, ulcere, 
danni a vie respiratorie e 
polmoni 
Cu - rame micronutriente 
componente 
di molti 
enzimi 
produzione materiale elettrico, leghe, 
pigmenti, insetticidi, anticrittogamici, 
placcature 
irritazioni a naso, bocca e 
occhi, emicranie, dolori di 
stomaco, stordimento, 
vomito e diarrea, malattie 
professionali (morbo di 
Wilson e morbo di Menkes) 
Fe - ferro micronutriente 
componente 
di emoglobina 
ed altre 
molecole  
industrie di lavorazione dei metalli, 
smaltimento o corrosione oggetti 
ferrosi 
emocromatosi 
Hg - mercurio nessuna industria cloro-soda, vernici, materiale 
elettrico, plastiche, cellulosa, 
catalizzatori, amalgame, luci 
fluorescenti 
accumulo in fegato e reni, 
danni al SNC (sindrome di 
Minamata) 
Mn - manganese micronutriente produzione acciaio inox e leghe, 
coloranti e decoloranti, disinfettanti 
disturbi metabolici, ematici 
e neurologici, fattore di 
rischio per morbo di 
Parkinson in operai metal-
meccanici 
Ni - nichel micronutriente 
componente 
di enzimi, fra 
cui le 
idrogenasi 
produzione acciaio inox e leghe, 
industria galvanica, additivi per 
carburanti, pitture e inchiostri, magneti, 
elettrodi catalizzatori per l’idrogenaz. 
degli olii, cosmetici, tubazioni, monete 
e corazze, vetro colorato, combustibili 
cancerogenesi, reazioni 
allergiche, disfunzioni renali 
e cardiache 
Pb - piombo nessuna combustibili raffinati (ora non più), 
accumulatori, munizioni, tubature, 
materiali fonoassorbenti e scudi per 
radiazioni, vernici e pitture, cristallo e 
vetro per lenti, leghe per saldature, 
fertilizzanti chimici, fonderie 
disturbi al SNC e 
saturnismo, accumulo in 
reni, midollo osseo, ossa e 
denti (sostituisce il Ca) 
Pd - palladio nessuna leghe per materiale elettrico e gioielli, 
catalizzatori 
cancerogenesi, irritazioni 
Pt - platino nessuna leghe per materiale elettrico e gioielli, 
catalizzatori 
cancerogenesi, allergie 
Sb - antimonio nessuna produzione leghe a basso attrito, leghe 
per la produzione di caratteri 
tipografici, proiettili traccianti, guaine 
per cavi, fiammiferi, farmaci, tubature 
senza piombo, composti ignifughi, 
smalti, vetri, ceramiche, semiconduttori 
avvelenamento simile a 
quello da As 
Se - selenio micronutriente 
componente 
della seleno-
cisteina 
produzione cellule fotoelettriche e 
fotovoltaiche, decoloranti, gomma 
vulcanizzata, fotocopie e fotografie 
avvelenamento simile a 
quello da As, selenosi 
V - vanadio micronutriente 
componente 
di enzimi 
(metabolismo 
zuccheri) 
produzione di acciaio e leghe, 
superconduttori, magneti, ceramiche e 
vetro, combustibili fossili 
cancerogenesi, disturbi 
neurologici, ai muscoli, a 
fegato e reni, irritazioni 
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Zn - zinco micronutriente 
componente 
di insulina e 
molti enzimi 
(produzione 
dello sperma) 
produzione della gomma, leghe, 
accumulatori, disinfestanti, pitture, 
cosmetici, farmaci, vernici, adesivi 
industria galvanica e cartaria, 
raffinazione del petrolio 
disturbi neurologici, 
alimentari ed alla pelle 
Tabella 1 Alcune informazioni sugli elementi in traccia citati nel lavoro (Fonti: Adani et 
al., 2002; http://www.lenntech.com/italiano/tavola-periodica, http://it.wikipedia.org). 
In riferimento alla tematica delle sostanze pericolose, la direttiva quadro 2000/60/CE 
del Parlamento Europeo prevede l’impiego di elementi biologici per la classificazione 
dello stato ecologico delle acque, da utilizzarsi in azioni di monitoraggio operativo e di 
sorveglianza, per supplire ai limiti delle metodiche chimiche finora adottate. In 
particolare, se sono disponibili dati sulla persistenza e sul bioaccumulo, questi sono 
presi in considerazione nel derivare il valore finale dello standard di qualità ambientale. 
In taluni casi può essere necessario istituire anche programmi di monitoraggio 
d’indagine. 
1.2.  Metodologie di monitoraggio 
Il monitoraggio degli elementi in traccia nelle acque è stato sino ad oggi effettuato 
innanzitutto con metodi non biologici. Il prelievo di CAMPIONI D’ACQUA 
estemporanei o, più raramente, in continuo è programmato dalle autorità competenti e 
svolto con cadenza periodica in siti strategici. Il Servizio Acque Interne di ARPAV, ad 
esempio, effettua la misura delle concentrazioni di una decina di elementi in traccia nei 
campioni d’acqua prelevati con cadenza da mensile a semestrale presso gli oltre 200 
punti dislocati sul territorio regionale del Veneto. L’efficacia di questo tipo di 
sorveglianza è assai limitata: la rappresentatività di un campione estemporaneo è 
praticamente nulla quando le concentrazioni dell’elemento ricercato subiscono 
fluttuazioni anche repentine, come ad esempio in siti interessati da contaminazione 
intermittente. Il metodo si rivela utile piuttosto nella segnalazione di eventi cronici od 
estesi, come ad esempio la contaminazione da cromo in Fratta-Gorzone. Soprattutto il 
campione è fortemente deperibile e va sottoposto ad analisi rapidamente; per alcuni 
parametri subito. 
Un supporto non biologico abbondantemente utilizzato per il monitoraggio di elementi 
in traccia sono i SEDIMENTI. Essi sono considerati il ricettacolo ultimo dei 
microcontaminanti, i quali tendono ad associarsi alla materia in sospensione e quindi 
precipitare verso il fondo. I sedimenti presentano una forte capacità di assorbimento dei 
contaminanti e forniscono un’indicazione cumulativa della contaminazione in un certo 
periodo di tempo. Purtroppo, la loro estrema diversificazione dal punto di vista della 
granulometria, composizione e quantità disponibile per il campionamento, rende arduo 
il confronto fra i risultati ottenuti in punti diversi anche dello stesso corso d’acqua. A 
ciò si aggiunge il problema della rappresentatività del campione, sia temporale (come 
riferirlo ad un periodo di tempo) sia spaziale (il sedimento può essere trasportato molto 
più a valle del punto di contaminazione durante le piene). 
Il monitoraggio può essere effettuato però anche attraverso metodi biologici, 
impiegando cioè organismi indicatori (non verranno trattati qui) o più frequentemente 
accumulatori. Questi, a differenza dei sedimenti, forniscono un’indicazione media 
integrata nel tempo. I PESCI possono concentrare in alcuni organi del corpo (soprattutto 
fegato e reni) gli elementi in traccia che assumono con la dieta, ma presentano alcune 
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caratteristiche che rendono il loro utilizzo poco adatto a questo scopo. Essi non sono 
sedentari, quindi le misure analitiche non possono essere riferite a tratti ristretti di un 
corso d’acqua, la loro cattura può essere delicata e costosa, non resistono a 
concentrazioni elevate di elementi tossici ed infine presentano una grande variabilità a 
seconda della specie, l’età, il sesso o l’organo considerato. 
L’utilizzo di MOLLUSCHI, soprattutto bivalvi, sembra promettente alla luce della loro 
capacità di accumulo per alcuni elementi, ma le differenze fra classi d’età oppure fra le 
diverse parti molli analizzate o le conchiglie, comportano un lungo lavoro di cernita e 
preparazione dei campioni. Inoltre, anche questi organismi sono poco resistenti alle 
sostanze tossiche. Altri INVERTEBRATI come nematodi, oligocheti, aracnidi, 
efemerotteri, plecotteri, coleotteri, megalotteri, tricotteri e ditteri presentano evidenze di 
bioaccumulo, ma la loro sensibilità alle concentrazioni elevate rende difficile stabilire 
una correlazione fra il contenuto nell’organismo e la contaminazione dell’acqua. 
Esistono inoltre meccanismi di arresto dell’accumulo dei metalli pesanti e delle 
variazioni importanti nella risposta legate allo stadio di sviluppo. 
Gli svantaggi legati all’uso di animali acquatici nel monitoraggio degli elementi in 
traccia non consentono di soddisfare i criteri di un buon bioaccumulatore, che per 
definizione dev’essere resistente all’inquinamento e presentare concentrazioni 
proporzionali a quelle nel mezzo ambiente. E’ raccomandabile inoltre che esso sia 
stanziale e la sua risposta poco influenzabile dallo stato fisiologico o dall’età.  
Un’alternativa all’uso di animali è rappresentata dai vegetali acquatici, che però non 
sempre offrono migliori prestazioni. Il FITOPLANCTON ad esempio è abbondante, 
ubiquitario e caratterizzato da elevati fattori di concentrazione, ha però uno sviluppo 
stagionale, presenta deriva spaziale, inoltre è molto sensibile agli agenti tossici, delicato 
da prelevare ed indissociabile dal particolato minerale. 
Le FANEROGAME, sono essenzialmente stanziali, facili da determinare e semplici da 
prelevare, ma crescono solo in ambienti poco alterati, presentano forti differenze di 
accumulo interindividuali ed interspecifiche, oppure in funzione dell’organo analizzato, 
e relazioni complesse e variabili a seconda dell’elemento fra la concentrazione nella 
pianta e quella nel sedimento o nell’acqua. 
Le ALGHE MACROSCOPICHE offrono numerosi vantaggi, come l’identificazione 
semplice, la stanzialità, elevati fattori di concentrazione, abbondanza ed ubiquitarietà, 
resistenza all’inquinamento e presenza in ambienti molto degradati, corrispondenza fra 
le concentrazioni nell’organismo e quelle in acqua, ma il loro sviluppo è molto 
stagionale e sono sensibili alle condizioni idrologiche. 
Gli organismi migliori oggi a disposizione sono le BRIOFITE acquatiche, in quanto 
presentano tutti i vantaggi in termini di semplicità di identificazione, abbondanza ed 
ubiquitarietà anche in ambienti degradati, resistenza agli agenti tossici, stanzialità, 
risposta d’accumulo e correlazione con le concentrazioni in acqua. In certi casi (Mersch 
e Johansson, 1993) l’utilizzo combinato di briofite come Fontinalis antipyretica e 
molluschi come Dreissena polymorpha ha rivelato una complementarietà dei due 
biomonitor per il rilevamento di alcuni metalli come il cromo (Cr trivalente si presenta 
come catione ed è accumulabile dal muschio, Cr esavalente si presenta come anione ed 
è accumulabile solo dal mollusco). 
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1.3. Le briofite acquatiche 
Gli studi dedicati alle briofite acquatiche quali bioaccumulatori di elementi in traccia 
sono oltre 300. Il loro censimento è stato da ma effettuato dopo un paziente lavoro di 
trascrizione dei riferimenti bibliografici presentati nelle pubblicazioni scientifiche che 
ho consultato dal 2002 ad oggi. Un elenco dettagliato è disponibile all’indirizzo internet 
www.infinito.it/utenti/moss-bags/references. 
Si riportano di seguito alcune informazioni per inquadrare le briofite acquatiche e le 
loro potenzialità nel settore dell’ecologia applicata. 
Caratteristiche biologiche e fisiologiche 
Tradizionalmente, la divisione Bryophyta (briofite) viene suddivisa in tre classi: 
Bryopsida, a cui appartengono tutte le specie di muschi, Anthocerotopsida, che include 
le antocerote, e Marchantiopsida, le epatiche. Recenti scoperte biomolecolari hanno 
provato che il gruppo Bryophyta è parafiletico. Per questo motivo le tre classi sono state 
elevate ciascuna al rango di divisione: Bryophita (nel nuovo senso), Anthocerotophyta e 
Marchantiophyta. Quindi, secondo la moderna classificazione, la divisione Bryophyta è 
costituita dalle sole specie di muschi e la classe Bryopsida ne rappresenta oggi solo una 
parte e non più la totalità. 
In questo lavoro si farà riferimento prevalentemente a muschi e marginalmente ad 
alcune epatiche fogliose, entrambi utilizzati come bioaccumulatori in ambiente 
acquatico, perciò il termine briofite verrà utilizzato nel vecchio senso. Questi organismi 
hanno una struttura anatomica in apparenza molto simile alle piante superiori: il tallo si 
sviluppa in fusticini, i cauloidi, che si ancorano al substrato per mezzo di rizoidi 
filamentosi e presentano strutture laminari, i filloidi, costituite da uno o pochi strati di 
cellule deputate allo scambio di gas ed elementi nutritivi. Si riproducono sia per via 
sessuata, il cui successo è fortemente limitato dalla dispersione dei gameti nell’acqua 
corrente, sia per via asessuata, mediante propaguli. (Strasburger, 1995). 
Le briofite acquatiche sono incapaci di utilizzare i bicarbonati come fonte di 
CARBONIO per la fotosintesi, perciò si avvalgono solamente della CO
2
 disciolta 
(Steemann Nielsen, 1947; Ruttner, 1948; Lowenhaupt, 1956). La presenza di gruppi 
protonati sulla parete cellulare dei muschi consente di abbassare localmente il pH del 
mezzo provocando una dissociazione dei bicarbonati ed un gradiente di CO
2
, che quindi 
permette la vita di questi organismi anche a pH > 8.3. 
La TEMPERATURA è un fattore influente sulla crescita delle briofite acquatiche, che 
presentano un optimum fra 10 e 20 °C (Dilks e Proctor, 1975; Empain, 1977; Fornwall e 
Glime, 1982; Glime e Acton, 1979). Esse sono sensibili alle temperature elevate perché 
la velocità della respirazione aumenta più della fotosintesi (Jackson e Volk, 1970), 
alcuni enzimi importanti vengono denaturati (Fornwall e Glime, 1982) e la crescita di 
periphyton sul tallo può essere nociva (Glime e Carr, 1974). Ciononostante, Carballeira 
et al. (1998) hanno osservato che le risposte fisiologiche all’innalzamento della 
temperatura (dalla sorgente a 16 o 34 °C) in esemplari di Fontinalis antipyretica 
trapiantati per 25 giorni in fiume, pur indicando uno stress termico, sono indipendenti 
dalla temperatura; il recupero dei parametri fisiologici è comunque buono dopo 10 
giorni di recupero in acque più fresche. 
Le basse temperature presentano meno problemi, in quanto il gelo funge da isolante e 
mantiene la temperatura prossima a 0 °C: ciò consente alle cellule di mantenere una 
concentrazione di ioni sufficiente ad abbassare il punto di congelamento (Glime e Vitt, 
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1984). Quanto riportato si riferisce ovviamente alla condizione in cui l’organismo si 
trova immerso nell’acqua, non esposto all’aria. 
Le briofite acquatiche non presentano esigenze particolari per quanto riguarda la LUCE. 
Contro un forte irraggiamento ultravioletto esse dispongono di pigmenti rossi che 
proteggono la clorofilla e le proteine dalla distruzione (Glime, 1984), mentre la loro 
adattabilità ad ambienti poco luminosi si deve alla possibilità di inibire la 
fotorespirazione (Jackson e Volk, 1970). 
La CONTAMINAZIONE dell’acqua è invece un fattore verso cui le briofite si rivelano 
sensibili. Martinez et al. (1993) hanno osservato che la contaminazione organica 
determina una diminuzione del contenuto di clorofille nei trapianti di Fontinalis 
antipyretica e Brachythecium rivulare nel fiume Iregua (Spagna), confermando che in 
regime di scarsità di ossigeno questi pigmenti vengono degradati a feopigmenti. Anche 
l’attività sintetica e la respirazione sono risultate alterate. Ciò potrebbe dipendere anche 
dallo stress fisiologico conseguente al trapianto, che è stato osservato sia nei controlli 
(trapianti in acque non contaminate) che negli esposti. 
La contaminazione metallica determina invece due tipi di risposta fisiologica. Il primo è 
l’alterazione dei parametri di vitalità legati alla fotosintesi, come il quoziente 
D665/D665a (rapporto fra le densità ottiche dell’estratto di pigmenti a 665 nm, prima e 
dopo l’acidificazione con HCl) in Rhynchostegium riparioides e Fontinalis antipyretica 
(Lopez e Carballeira, 1993b) oppure la concentrazione di clorofille a e b in F. 
antipyretica (Yurukova e Gecheva, 2003). Il secondo tipo di risposta è la produzione di 
fitochelatine e loro precursori (come il glutatione), osservata più volte in F. antipyretica 
(Bruns et al., 1995; Bruns et al., 1997; Bruns et al., 2000; Bleuel et al., 2005). 
L’utilizzo di alcuni parametri di attività fotosintetica, quali la percentuale di clorofille a 
e b sulla massa secca, il rapporto delle clorofille a/b ed i rapporti D665/D665a e 
D430/D665, è stato sperimentato da Lopez e Carballeira (1991) per definire 4 classi di 
qualità “ecofisiologica” di alcune briofite. Questa si è rivelata indicatrice del grado di 
contaminazione organica e/o metallica dell’acqua. 
La sensibilità delle briofite verso alcuni fattori chimici o fisici di alterazione ambientale 
può dunque essere sfruttata come principio di bioindicazione, anche con un approccio 
floristico. Esiste a questo proposito una serie di studi condotti principalmente in Belgio 
(Thiebaut et al., 1998; Vanderpoorten e Palm, 1998; Vanderpoorten, 1999; 
Vanderpoorten e Klein, 2000; Vanderpoorten e Palm, 2001; Thiebaut et al., 2002). 
Altri fattori responsabili di alterazioni fisiologiche delle briofite sono le radiazioni UV-
B, che determinano un decremento della concentrazione di clorofille e carotenoidi, del 
rapporto delle clorofille a/b, del tasso clorofille/feopigmenti e dell’attività fotosintetica 
in Fontinalis antipyretica (Martinez et al., 2003), a differenza delle UV-A che non 
hanno effetti biologici. I solfati hanno un effetto tossico su Fontinalis antipyretica, 
determinando una diminuzione della lunghezza degli apici vegetativi, del peso e delle 
concentrazioni di clorofilla a e b (Davies, 2007). 
Caratteristiche ecologiche 
Le briofite acquatiche crescono in biotopi alquanto diversificati dal punto di vista 
chimico, poiché le loro limitate esigenze fisiologiche consentono di tollerare condizioni 
di inquinamento di varia natura. Sono infatti fra gli organismi acquatici più tolleranti 
per quanto riguarda i nutrienti ma anche le sostanze tossiche, sebbene alcune specie 
siano più sensibili di altre. Ciò contribuisce largamente all’ampiezza ecologica di questi 
vegetali. La loro sopravvivenza dipende però da alcuni fattori fisici, che possono 
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diventare limitanti. Il primo di questi è la presenza di un SUBSTRATO stabile su cui 
svilupparsi: questo può essere rappresentato da rocce o sassi, radici di alberi e 
manufatti, ma non da supporti d’acciaio, calcestruzzo integro, rive terrose o ghiaiose di 
corsi d’acqua (Mouvet, 1986). 
La velocità della CORRENTE non è un fattore limitante di per sè, in quanto si trovano 
muschi acquatici tanto nei fiumi quanto nei laghi, ma può provocare l’abrasione del 
tallo od incrementare la torbidità dell’acqua riducendo la disponibilità luce (Lewis, 
1973). Le fluttuazioni di LIVELLO dell’acqua influenzano la ripartizione ecologica 
delle briofite acquatiche, che si distribuiscono essenzialmente nella zona di battente, 
fino ad una profondità di 60 cm. 
Le briofite offrono inoltre la straordinaria possibilità di essere facilmente trapiantate da 
un corso d’acqua all’altro (vd. paragrafo 1.6). 
1.4. Bioaccumulo nelle briofite acquatiche 
Le briofite sono praticamente prive di sistemi vascolari di conduzione e prelevano i 
nutrienti dal mezzo acquoso per assorbimento attraverso la superficie del tallo. Le loro 
pareti cellulari sono ricche di cellulosa, pectine, emicellulose, proteine, fenoli, ed 
espongono gruppi chimici carichi negativamente che si legano ai micronutrienti in 
forma di cationi. Anche l’ossigeno, l’azoto e lo zolfo delle proteine contribuiscono alla 
complessazione dei cationi (Clymo, 1963; Breuer e Melzer, 1990; Brown e Bates, 
1990). Questi siti di legame non sono né quantitativamente né qualitativamente selettivi, 
perciò non distinguono elementi essenziali da elementi tossici (Haseloff e Winkler, 
1980; Mouvet, 1984b; Brown e Wells, 1990), verso cui le briofite sono estremamente 
resistenti. 
Meccanismi e cinetiche di accumulo 
L’accumulo di un elemento è funzione innanzitutto della sua concentrazione nel mezzo 
e dell’affinità per i siti di legame del bioaccumulatore. Le interazioni elettrostatiche che 
si generano fra cationi e siti di legame sono però reversibili, quindi si può avere la 
sostituzione di un elemento con un altro. Ecco perché si parla anche di SITI DI 
SCAMBIO ionico (Clymo, 1963). 
Il bioaccumulo avviene attraverso due diversi meccanismi, che coinvolgono altrettanti 
comparti cellulari ben distinti (Mouvet e Claveri, 1999; Vazquez et al., 1999b; Martins 
e Boaventura, 2002; Bleuel et al., 2005; Fernandez et al., 2006). Il primo di essi è 
l’ADSORBIMENTO, ovvero un fenomeno rapido e passivo di adesione che si verifica 
sulla superficie esterna della parete cellulare Lo stato fisiologico della pianta sembra 
non avere rilevanza significativa sulla capacità di accumulo in questa fase. 
Dopo un periodo variabile da qualche ora a qualche giorno viene raggiunto un plateau 
d’equilibrio che determina un forte rallentamento dell’accumulo, ma non il suo arresto. 
Ciò indica l’attivazione del secondo meccanismo di accumulo,  l’ABSORBIMENTO, 
per cui gli elementi migrano lentamente all’interno della cellula grazie a sistemi di 
trasporto attivo. In questa fase la fisiologia della briofita e la tossicità di ciascun 
elemento giocano un ruolo chiave. 
Vi è poi un terzo meccanismo di accumulo, anch’esso passivo, rappresentato dalla 
PRECIPITAZIONE di elementi come Al, Fe e Mn come composti ossigenati sulla 
superficie esterna della parete cellulare. Questi si presentano come depositi circolari 
distribuiti in modo irregolare sulla superficie della foglia, secondo quanto osservato da 
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Sergio et al. (1992, 2000) mediante microscopia elettronica a scansione (SEM). Il 
deposito di questi composti, poco o per nulla reversibile, incrementerebbe anche 
l’accumulo di altri elementi innescando fenomeni cumulativi di coprecipitazione. La 
formazione progressiva di queste concrezioni è probabilmente responsabile 
dell’aumento di concentrazione dagli apici, più giovani, alle parti basali del tallo, più 
vecchie. (Wehr e Whitton, 1983a; Wehr et al., 1983; Bruns et al., 1995; Siebert et al., 
1996). 
Variabili influenti 
La concentrazione di un elemento in acqua ed il tempo di contatto del bioaccumulatore 
con il mezzo ambiente non sono gli unici fattori determinanti l’entità dell’accumulo. 
Poiché i siti di scambio sono caratterizzati dalla reversibilità dei legami, l’equilibrio che 
si instaura è il frutto delle interazioni di numerosi elementi (ciascuno con le proprie 
affinità e concentrazione) e dell’influenza di alcuni fattori chimici o fisiologici. I 
risultati di diversi studi hanno fatto supporre oppure dimostrato l’esistenza di tali 
fenomeni. I fattori che possono o potrebbero influire sulla capacità di accumulo delle 
briofite sono: 
• posizione del muschio autoctono rispetto al centro del fiume, che si riflette in una 
maggiore o minore esposizione ai contaminanti in acqua nel periodi di magra 
(Nimis et al., 2002) 
• variazioni periodiche riconducibili al ciclo vegetativo del gametofito, a fluttuazioni 
della composizione chimica dell’acqua (Nunez et al., 2001), oppure ad eventi non 
stagionali (Wehr e Whitton, 1983b) 
• temperatura, a volte responsabile di effetti significativi sull’accumulo di metalli in 
laboratorio (Pickering and Puia 1969; Vray et al. 1992), a volte no (Claveri and 
Mouvet 1995) 
• durezza dell’acqua (Gagnon et al., 1998), salinità (Rasmussen e Andersen, 1999) e 
concentrazione di altri cationi od agenti chelanti (Wehr et al. 1987) 
• fosfati, ammoni, nitrati e solfati nell’acqua (Wehr e Whitton, 1983a: R. riparioides 
in 105 siti in Inghilterra; Lopez e Carballeira, 1991: 170 campioni di cinque briofite 
in Spagna) 
• pH, in quanto da esso dipendono la speciazione chimica di alcuni metalli (come Al), 
la loro mobilizzazione da suolo e sedimenti, la loro biodisponibilità, infine la 
concentrazione di protoni che possono competere per i siti di legame della parete 
cellulare (Claveri et al., 1993; Mersch et al., 1993c; Claveri et al., 1995; Engleman 
e McDiffett, 1996; Cenci, 2000; Vazquez et al., 2000; Fernandez et al., 2006); 
l’abbassamento del pH determina variazioni della capacità di accumulo sia in 
positivo che in negativo, a seconda dell’elemento 
L’influenza del pH sulla concentrazione di Cd, in particolare, è stata sfruttata per 
monitorare episodi di acidificazione sporadica secondo il principio seguente: il rilascio 
di Cd nel muschio Fontinalis antipyretica, saturato con soluzioni standard di metallo in 
laboratorio, è direttamente proporzionale all’acidità dell’acqua ed indipendente dalla 
concentrazione di Al, un metallo tipicamente mobilizzato in queste circostanze  
(Carballeira et al., 2001). 
Sebbene la contaminazione metallica induca spesso stress fisiologico in diverse specie 
di briofite (paragrafo 1.3), questa alterazione della vitalità non sembra influire sulla 
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capacità di accumulo di Cinclidotus danubicus, Fontinalis antipiretica e 
Rhynchostegium riparioides (Mersch e Reichard, 1998). 
Significato dell’indicazione 
Mentre negli studi di laboratorio la concentrazione nella pianta è strettamente correlata a 
quella nel mezzo, in quanto diversi fattori sperimentali sono mantenuti costanti nel 
corso di ciascuna prova, in campo la briofita è esposta a condizioni mutevoli ed 
incontrollabili: la stessa concentrazione degli elementi in traccia o la loro 
biodisponibilità possono fluttuare enormemente. In queste situazioni, fra pianta ed 
acqua si instaura un equilibrio dinamico che oscilla tra fasi di accumulo e di rilascio. 
Nel momento in cui l’operatore preleva la briofita, interviene in corrispondenza di una 
di queste fasi, necessariamente sconosciuta, ricavando non tanto una misura oggettiva 
(strumentale), bensì un’INDICAZIONE del fenomeno (Mouvet, 1986). 
Il rischio di perdere l’indicazione di un fenomeno verificatosi precocemente rispetto al 
momento del prelievo, a causa del totale rilascio dell’elemento dopo l’accumulo 
iniziale, esiste ma è contrastato dall’EFFETTO MEMORIA della cellula (Mouvet e 
Claveri, 1999). Questa traccia indelebile è costituita dalla frazione intracellulare di 
metallo, accumulata durante l’evento di contaminazione e rilasciata in fase di 
depurazione con una cinetica molto lenta e non del tutto reversibile. La risposta delle 
briofite è dunque integrata nel tempo e contraddistinta da una notevole inerzia. Questo 
le rende ottimi indicatori dello stato d’alterazione medio dei corsi d’acqua. 
1.5. Biomonitoraggio con briofite acquatiche 
Dopo le prime esperienze con muschi acquatici condotte in Belgio da Empain (1973a-b, 
1976, 1977, 1978), l’Università francese di Metz ha avviato importanti collaborazioni 
con il Ministero dell’Ambiente ed alcune Agenzie dell’Acqua (o di Bacino) per 
formulare delle linee guida sull’utilizzo di briofite autoctone e trapiantate come 
biomonitor della contaminazione da metalli in traccia, radionuclidi e composti organici 
nelle acque superficiali. Le attività di ricerca nell’ambito di questa collaborazione, così 
come in contesti indipendenti, hanno prodotto una quantità rilevante di pubblicazioni in 
forma di rapporti tecnici, tesi accademiche ed articoli scientifici (Kirchmann e 
Lambinon, 1973; Mouvet, 1978; Mouvet, 1979; Empain et al., 1980; Mouvet, 1980; 
Mouvet, 1983a-b; Mouvet, 1984a-b-c; Mouvet, 1985; Mouvet et al., 1985a-b-c-d; 
Mouvet, 1986; Mouvet et al., 1986a-b-c; André e Lascombe, 1987; Mouvet, 1987; 
Mouvet, 1989; Baudin et al., 1991; Mersch e Johansson, 1993; Mersch e Pihan, 1993; 
Mersch et al., 1993a-b-c; Mouvet et al., 1993; Claveri et al., 1994; Mouvet, 1994; 
Mersch e Kass, 1994; Claveri, 1995; Claveri e Mouvet, 1995; Claveri et al., 1995; 
Claveri e Mersch, 1997; Mersch e Claveri, 1998; Mersch e Reichard, 1998; Delépée e 
Pouliquen, 2002). Si tratta di studi condotti sia in laboratorio che in campo utilizzando 
briofite autoctone o trapiantate. 
In particolare, le citazioni marcate con sottolineatura si riferiscono a preziose sintesi 
metodologiche delle fasi procedurali, analitiche ed applicative del metodo, basate sulle 
conoscenze prodotte dai ricercatori di tutto il mondo. Questi lavori propongono le prime 
ed uniche griglie di qualità per l’interpretazione di indici di contaminazione basati 
sull’utilizzo di briofite come bioaccumulatori di elementi in traccia. Esse fanno però 
riferimento a concentrazioni misurate in talli interi di diverse specie di muschi autoctoni 
e questi dati provengono da campagne di raccolta effettuate in diversi Paesi, come 
Belgio (Descy e Empain, 1981), Inghilterra settentrionale (Wehr, 1983) e Francia 
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(Mouvet, 1983a, 1984c; Mouvet et al., 1986b). Possono comunque servire agli studi di 
monitoraggio con trapianti, se questi sono condotti nelle medesime aree di studio. 
Altre campagne di raccolta ed analisi di briofite autoctone, finalizzate al monitoraggio 
degli elementi in traccia oppure all’approfondimento di alcuni aspetti fisiologici del 
muschio, si sono svolte in Bulgaria (Yurukova e Gecheva, 2003; Yurukova e Gecheva, 
2004), Francia - Germania - Svizzera (Siebert et al., 1996; Samecka-Cymerman e 
Kempers, 1998; Samecka-Cymerman e Kempers, 1999; Samecka-Cymerman et al., 
2002), Inghilterra (Wehr e Whitton, 1983a-b), Italia (Nimis et al., 2002), Polonia - 
Repubblica Ceca (Žáková e Kočková, 1999; Samecka-Cymerman et al., 2000; Vazquez 
et al., 2004; Samecka-Cymerman et al., 2005; Samecka-Cymerman et al., 2007) Spagna 
(Lopez e Carballeira, 1991; Lopez e Carballeira, 1993a-b; Carballeira e Lopez, 1997; 
Garcia et al., 2000; Nunez et al., 2001), talvolta in contesti particolari, come corsi 
d’acqua acidificati in Giappone (Satake, 2000), Inghilterra (Vincent et al., 2001), Nuova 
Zelanda (Winterbourn et al., 2000), USA (Engleman e McDiffett, 1996), Svezia 
(Lithner et al., 1995). Esistono inoltre alcune review che riassumono i contenuti dei 
principali lavori in letteratura (Burton, 1990; Tyler, 1990; Whitton, comunicazione 
personale). 
I limiti dell’utilizzo di esemplari autoctoni evidenziati dagli autori sono 
• l’inapplicabilità ai tratti di fiume in cui la specie o le specie ricercate sono assenti 
oppure si presentano non adatte alle analisi (deteriorate, emerse dall’acqua, etc.) 
• un’esposizione ai contaminanti non riferibile ad un tempo certo (quindi 
l’impossibilità di distinguere fra eventi recenti o pregressi, cronici od intermittenti) 
• problemi di comparazione dei dati ottenuti da specie differenti (con diverse capacità 
di accumulo) 
• concentrazioni non riferite a porzioni standard di tallo (come ad esempio gli apici, 
più giovani e maggiormente indicativi di episodi di contaminazione recenti) ma 
all’intero esemplare (comprese quindi le porzioni più vecchie, soggette a 
deposizione di composti metallici ossigenati) 
1.6. La tecnica dei moss bags 
Una soluzione a questi problemi è rappresentata dall’utilizzo di MOSS BAGS, cioè 
muschi trapiantati da un corso d’acqua non contaminato all’area di studio mediante 
appositi sacchetti. In questo modo 
• è possibile monitorare anche i corsi d’acqua privi di briofite autoctone, purché vi sia 
la possibilità di ancorare il supporto per il mantenimento dei sacchetti in 
immersione 
• la risposta del muschio è riferita ad un tempo di esposizione certo, con la possibilità 
di caratterizzare eventi di contaminazione cronici, sporadici od intermittenti 
• viene utilizzata un’unica specie di briofita, solitamente un muschio acquatico del 
genere Rhynchostegium o Fontinalis, con la possibilità di comparare dati ottenuti in 
tempi e luoghi diversi 
• è convenzione utilizzare solo le parti apicali del tallo, ossia le più giovani, le cui 
concentrazioni sono maggiormente correlabili a quelle in acqua 
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Gli oneri per la realizzazione di uno studio di biomonitoraggio con briofite acquatiche, 
siano esse autoctone (sorveglianza passiva) che trapiantate (sorveglianza attiva), non 
sono significativamente superiori a quelli di una tradizionale campagna di raccolta ed 
analisi dei campioni d’acqua, in quanto: 
• il costo del materiale per la realizzazione di una stazione moss bags è irrisorio 
(all’incirca 2-3 Euro) 
• gli operatori sul campo ed i mezzi di trasporto impegnati sono gli stessi (basta una 
sola persona automunita) 
• le spese connesse agli spostamenti (carburante, vitto ed eventualmente alloggio) ed 
il tempo impiegato a realizzare gli interventi sono le stesse  
• il muschio da sottoporre ad analisi, a differenza del campione d’acqua, richiede 
alcuni trattamenti preliminari, come pulizia, spuntatura, essiccamento, pesatura e 
mineralizzazione (capitolo 2) che incidono relativamente poco sul tempo ed i costi 
• l’analisi del campione d’acqua o di muschio mineralizzato si esegue negli stessi 
tempi e con le stesse metodiche (assorbimento atomico); non necessariamente con 
le stesse tecniche strumentali, proprio perché le elevate concentrazioni accumulate 
possono essere rilevate con strumentazioni disponibili in ogni laboratorio. 
L’elaborazione dei dati ottenuti con i moss bags può essere invece un’operazione 
impegnativa, ma ciò è legato alla mole di informazioni ricavabili: non più valori 
prossimi od inferiori alla soglia di rilevabilità, come nel caso dei campioni d’acqua, ma 
dati ad alto contenuto d’informazione. 
La tecnica dei moss bags è stata utilizzata con successo in diversi Paesi del mondo, per 
studi di monitoraggio ambientale ed investigazioni presso siti inquinati (Kelly et al., 
1987; Mersch e Johansson, 1993; Mersch e Reichard, 1998; Rasmussen e Andersen, 
1999; Cenci, 2000; Lee et al., 2002; Yurukova e Gecheva, 2003; Figueira e Ribeiro, 
2005; Samecka-Cymerman et al., 2005; Cesa et al., 2006; Cesa et al., in stampa 2), per 
monitorare la presenza e biodisponibilità di metalli in corsi d’acqua acidificati (Claveri 
et al., 1993; Mersch et al., 1993c; Claveri et al., 1995; Vazquez et al., 2000; Fernandez 
et al., 2006) e per studi sulle cinetiche d’accumulo e la fisiologia del muschio in campo 
(Wehr et al., 1987; Lopez e Carballeira, 1993b; Martinez et al., 1993; Bruns et al., 
1995; Bruns et al., 1997; Carballeira et al., 2001; Yurukova e Gecheva, 2004) oppure in 
laboratorio (Claveri e Mouvet, 1995; Carballeira et al., 1998; Gagnon et al., 1998; 
Mouvet e Claveri, 1999; Vazquez et al., 1999a-b; Cenci, 2000; Martins e Boaventura, 
2002; Martinez et al., 2003; Nunez et al., 2004; Bleuel et al., 2005; Davies, 2007). 
Trapianti di briofite sono stati anche utilizzati per il monitoraggio di radionuclidi 
(Mersch e Kass, 1994) ed idrocarburi policiclici aromatici (Roy et al., 1994, 1996). 
Il filone anglo-francese si è dedicato principalmente allo studio delle cinetiche di 
accumulo in laboratorio ed in campo, spesso con azioni di sorveglianza ambientale che, 
per quanto riguarda i muschi autoctoni, hanno assunto una portata notevole. Un 
approccio simile è seguito tuttora nell’Europa dell’est. La scuola iberica, pur 
mantenendo un certo interesse per il monitoraggio ambientale e per i meccanismi di 
bioaccumulo, si è recentemente specializzato sulla fisiologia dei muschi e sui fattori 
biologici connessi all’assorbimento o rilascio di metalli. In quest’ultimo ambito si sono 
mossi anche diversi autori tedeschi. 
Fra tutti i lavori svolti con briofite trapiantate non esistono ad oggi né piani di 
biomonitoraggio su larga scala (10-15 stazioni al massimo), né indici di alterazione 
ambientale specifici per moss bags. 
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1.7. Obiettivi del lavoro 
Il Veneto è una regione caratterizzata da notevoli variazioni dell’ambiente fisico, dalle 
Alpi al mare, ed interessata da un notevole sviluppo urbano ed industriale. La regione 
presenta criticità ambientali, per quanto riguarda i metalli ed altri elementi in traccia 
nelle acque, rappresentate dalla distribuzione sparsa e spesso non censita delle fonti di 
emissione (scarichi), dalla promiscuità del tessuto urbano (fenomeno della città diffusa, 
ossia compresenza di abitazioni, piccole industrie e campagne) e da una cultura di tutela 
dell’ambiente e della salute ancora poco sviluppata. Tali criticità hanno determinato e 
tuttora determinano episodi di contaminazione del suolo, dei corsi d’acqua e persino 
delle falde. 
Negli ultimi anni, i risultati di alcune esperienze con briofite acquatiche nel bacino del 
fiume Brenta (Nimis et al., 2002; Cesa, 2003) hanno motivato la Provincia di Vicenza, 
l’Agenzia per la Prevenzione e Protezione Ambientale del Veneto (ARPAV) e le 
Autorità d’Ambito Territoriale Ottimale (AATO) di Bacchiglione e Brenta a stipulare 
una convenzione (Università di Trieste, 2005) con il Dipartimento di Biologia 
dell’Università di Trieste per finanziare il presente dottorato di ricerca. 
Si è potuto così pianificare e realizzare il Progetto Vicenza Moss Bags, i cui obiettivi 
sono qui di seguito riportati: 
I. individuazione di buone pratiche per l’utilizzo ed il trattamento dei muschi, 
l’analisi dei campioni e l’elaborazione dei dati 
II. valutazione del ruolo di alcune variabili chimiche e fisiche che condizionano i 
processi di accumulo nel muschio 
III. messa appunto di un sistema di raccolta e trapianto del muschio, 
predisposizione e svolgimento di un piano di monitoraggio ambientale per i 
principali corsi d’acqua dell’area di studio 
IV. definizione e calibrazione di un indice di contaminazione da elementi in 
traccia ed elaborazione di mappe di alterazione ambientale 
Sede operativa e di coordinamento di tutte le attività: il laboratorio ARPAV di Bassano 
del Grappa in via Cereria n° 15. 
 
 - 18 -
2. ASPETTI METODOLOGICI 
 
Lo sviluppo dell’obiettivo I ha occupato l’intero periodo di lavoro (3 anni), con l’intento 
di apportare continui miglioramenti ai protocolli di utilizzo dei muschi e di trattamento 
e analisi dei campioni. Le scelte dei materiali e metodi migliori, fra quelli a 
disposizione, è stata fatta sulla base di quanto consigliato dagli specialisti più autorevoli 
in materia ed attraverso esperienze personali. La verifica della qualità del dato è stata 
invece affidata ad un sistema di controllo certificato. Gran parte delle metodiche qui 
discusse fanno riferimento alle linee guida francesi per l’utilizzo di briofite acquatiche 
(Mouvet, 1986; Mersch e Claveri, 1998). 
2.1. Protocollo di utilizzo dei muschi 
Questo primo paragrafo è dedicato alla ricerca di materiali e metodi propedeutici alle 
sperimentazioni. 
Scelta della specie 
L’individuazione di una precisa specie di muschio da utilizzare negli studi di 
biomonitoraggio in campo, così come nei test di bioaccumulo in laboratorio, è questione 
delicata e di enorme importanza. Poiché i risultati di uno studio devono essere 
comparabili fra loro nello spazio e nel tempo, è ovvio che lo sperimentatore dovrà 
utilizzare la stessa specie di muschio per i lavori che intende porre a confronto, pur 
ammettendo l’ampia variabilità di risposta che presenta uno stesso organismo in diversi 
ambienti di permanenza. E’ noto infatti che specie differenti di briofite presentano 
differenti capacità di accumulo, sia in campo che in laboratorio (Kelly et al., 1987; 
Lopez e Carballeira, 1993a-b; Carballeira e Lopez, 1997; Mersch e Reichard, 1998; 
Vazquez et al., 1999b; Samecka-Cymerman et al., 2002; Bleuel et al., 2005). 
Un altro fattore che orienta la scelta della specie è la sua reperibilità ed abbondanza. Lo 
sperimentatore deve poter trovare muschio adatto ai propri studi in quantità sufficienti 
ed in un luogo (preferibilmente sempre lo stesso) agevole da raggiungere. 
Un ulteriore fattore è la disponibilità di dati in letteratura, quindi la possibilità di 
confrontarsi con altri autori. I muschi acquatici maggiormente studiati ed impiegati 
come bioaccumulatori di elementi in traccia sono Rhynchostegium riparioides e 
Fontinalis antipyretica. Essi presentano un’ampia distribuzione geografica, una capacità 
di accumulo abbastanza simile e sono semplici da identificare (Empain et al., 1980; 
Wehr et al., 1983; Lopez e Carballeira, 1993a; André e Lascombe, 1987). Le specie del 
genere Cinclidotus possono rappresentare un’alternativa in mancanza delle specie 
precedentemente citate, poiché sono abbastanza diffuse, ma si tratta di muschi più 
difficili da determinare a livello di specie e dotati di capacità d’accumulo più limitata 
(Mouvet, 1987; Lopez e Carballeira, 1993a; Mersch e Reichard, 1998). 
Si riportano di seguito alcune informazioni ecologiche e sistematiche di queste specie, 
tratte dalla lista dei muschi italiani secondo Cortini Pedrotti (1986, 1996): 
• Rhynchostegium riparioides (Hedw.) C. E. O. Jensen è una specie igro-idrofila della 
famiglia Brachytheciaceae, sassicola, da mediamente acidofila a neutrofila e diffusa 
ampiamente nelle zone temperate (Figura 1). Sinonimi: Hypnum riparioides Hedw.; 
Hypnum rusciforme Weiss ex Brid.; Oxyrrhynchium rusciforme (Neck.) Warnst.; 
Platyhypnidium riparioides (Hedw.) Dix.; Platyhypnidium rusciforme (Hedw.) 
Podp.; Rhynchostegium rusciforme (Neck.) Br. eur.